ISSN 1678-0701
Número 69, Ano XVIII.
Setembro-Novembro/2019.
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No. 69 - 27/09/2019
DETERMINAÇÃO DE RESÍDUOS DE AGROTÓXICOS EM MEL E ANÁLISE PALINOLÓGICA  
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DETERMINAÇÃO DE RESÍDUOS DE AGROTÓXICOS EM MEL E ANÁLISE PALINOLÓGICA1



EMANOEL DIVINO DA SILVA JUNIOR2, GABRIELA ANDRADE DE OLIVEIRA NEVES2*, ANDREIA SANTOS DO NASCIMENTO3



* Autor para correspondência

1 Recebido para publicação em xx/xx/2019; aceito em xx/xx/2019.

Extraído da dissertação de mestrado do primeiro autor.

2Mestrado Profissional em Desenvolvimento Regional e Meio Ambiente, Faculdade Maria Milza, Governador Mangabeira, Bahia, Brasil; gabyufba@gmail.com; junioredsjr@gmail.com.

3 Centro de Ciências Agrárias, Ambientais e Biológicas, Universidade Federal do Recôncavo da Bahia, Cruz das Almas, Bahia, Brasil; asndea@gmail.com – ORCID: 0000-0001-5236-0460.

RESUMO

O mel é um alimento de composição complexa, sendo este o produto apícola mais consumido no mundo. Análises que auxiliem no controle de qualidade deste produto como a determinação de contaminantes é importante para garantir um bom produto ao consumidor final. Deste modo, o objetivo deste estudo foi analisar a presença de resíduos de agrotóxicos e o espectro polínico do mel de Apis mellifera L. produzido no município de Jaguaquara, Bahia. Para determinação dos resíduos de agrotóxicos foi utilizada como técnica analítica a cromatografia líquida de alta pressão com detectores massa-massa (LC-MS/MS). A análise polínica foi realizada seguindo os padrões internacionais de preparo das amostras, para posterior identificação e classificação dos tipos polínicos. Um total de 207 compostos foi avaliado, sendo que em todas as amostras não foi detectado traços destes agrotóxicos. Os compostos avaliados apresentam-se distribuídos de acordo com sua classificação de ação sendo nematicidas (4), acaricidas (11), herbicidas (52), inseticidas (64) e fungicidas (76). Foram identificados 20 tipos polínicos distribuídos em 12 famílias. Os tipos polínicos Bidens, Mimosa pudica e Psidium foram identificados em 100% das amostras. O mel analisado apresenta requisitos de qualidade quanto a presença de resíduos de agrotóxicos, em todas as amostras avaliadas os compostos avaliados não foram detectados. O espectro polínico do mel proveniente de Jaguaquara, Bahia foi diversificado com contribuição expressiva de tipos polínicos de Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentando características de mel multifloral.



Palavras-chave: LC-MS/MS. Apis mellifera. Contaminação. Cromatografia

DETERMINATION OF PESTICIDE RESIDUES IN HONEY AND POLYNOLOGICAL ANALYSIS

ABSTRACT

Honey is a food of complex composition, being this the bee product more consumed in the world. Analyzes that aid in the quality control of this product as the determination of contaminants are important to ensure a good product to the final consumer. Thus, the objective of this study was to analyze the presence of pesticides residues and the pollen spectrum of Apis mellifera L. honey produced in the city of Jaguaquara, Bahia. For determination of pesticide residues were used as analytical technique the High-performance liquid chromatography mass-mass (LC-MS/MS). The pollen analysis was carried out following the international standards of preparation of the samples, for later identification and classification of the pollen types. A total of 207 compounds were determined, and in all the samples evaluated no traces of pesticides were detected. The determined compounds are distributed according to their classification being nematicides (4), acaricides (11), herbicides (52), insecticides (64) and fungicides (76). Twenty pollen types were identified in 12 families. The pollen types Bidens, Mimosa pudica and Psidium were identified in 100% of the samples. The analyzed honey presents quality requirements regarding the presence of pesticide residues, in all evaluated samples the compounds evaluated were not detected. The pollen spectrum of the honey from Jaguaquara, Bahia was diversified with a significant contribution of pollen types of Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae and Rubiaceae presenting characteristics of multifloral honey.



Keywords: LC-MS/MS. Apis mellifera. Contamination. Chromatography

INTRODUÇÃO

O uso de agrotóxicos na agricultura brasileira é um problema de saúde pública, dadas as contaminações no ambiente, nos alimentos e consequentemente dos seres humanos. A elevada utilização de produtos fitossanitários no Brasil deve-se ao fato de ser um dos maiores produtores agropecuários do mundo e o segundo no ranking de exportação desses produtos (PIGNATI et al., 2017). No entanto, pulverizações com agrotóxicos também afetam negativamente a atividade apícola, pois provoca a mortalidade das colônias e contaminação dos produtos da colmeia, a exemplo do mel, um dos principais produtos das abelhas. Por se tratar de um produto natural que remete a ideia que este gênero é livre de impurezas, a avaliação da qualidade deste alimento faz-se necessário (TSUTSUMI; OISHI, 2010; PIRES et al., 2016).

As abelhas na sua atividade de forrageamento podem entrar em contato com contaminantes que podem ser transferidos para os produtos da colmeia. Considerando que muitos apiários podem ser instalados em locais mais sujeitos a contaminação, como exemplo próximo de áreas urbanas, industriais e grandes pólos agrícolas (PERUGINI et al., 2011, NASCIMENTO et al., 2018), é relevantes estudos direcionados ao monitoramento de produtos apícolas como mel, pólen, própolis e geleia real afim de garantir um produto final de qualidade para o consumidor.

O monitoramento realizado com abelhas e seus produtos pode ser um importante indicador biológico quanto à presença de resíduos de agrotóxicos podendo auxiliar a avaliação do potencial de risco destes materiais tóxicos à saúde do consumidor, pois fornece informações sobre o uso destes produtos químicos nos campos de colheita como também em seu entorno (RISSATO et al., 2006). A cromatografia líquida e a cromatografia gasosa são métodos usados para o monitoramento de resíduos de agrotóxicos, sendo que estas técnicas englobam separação, identificação e quantificação de analitos (OSHITA; JARDIM, 2015). Pesquisas com produtos da colmeia confirmam a eficiência destas técnicas para avaliação dos mesmos (KASIOTIS et al., 2014; IRUNGU et al., 2016; DARKO et al., 2017).

Adicionalmente, a identificação da flora visitada pela abelha para coleta de recursos tróficos pode auxiliar no entendimento das possíveis fontes de contaminação dos produtos da colmeia. Uma vez que se a flora (matéria prima) esta contaminada, logo os produtos da colmeia possivelmente serão contaminados. Para tanto, a análise polínica é uma ferramenta importante e muito utilizada para identificação da origem botânica do mel (OLIVEIRA et al., 2014; NASCIMENTO et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017).

Dessa forma, o objetivo deste estudo foi analisar a presença de resíduos de agrotóxicos utilizando a técnica da cromatografia, bem como identificar o espectro polínico do mel de Apis mellifera L. produzido no município de Jaguaquara, Bahia, sendo este município situado em uma região considerado polo produtivo de hortaliças do estado. Portanto, os apiários desta região estão sujeitos a cargas de poluentes (resíduos de agrotóxicos) oriundos da atividade agrícola.

MATERIAL E MÉTODOS

Localização e coleta das amostras: o mel de Apis mellifera L. avaliado foi coletados no segundo semestre de 2017, entre os meses de novembro e dezembro, no município de Jaguaquara (Latitude: 13° 31' 43'' Sul, Longitude: 39° 58' 36''), localizado no Sudoeste Baiano (Figura 1).

As amostras de mel foram adquiridas em três apiários distintos, sendo estes situados a uma distância de aproximadamente 15 km um do outro. Em cada apiário foram selecionadas quatro colmeias (padrão Langstroth), sendo coletada de cada colmeia uma amostra de mel compostas por aproximadamente 250 mL totalizando um litro deste produto. Desta forma, em cada apiário obtivemos quatro amostras que foram homogeneizadas constituindo uma amostra por apiário de 1L de mel.

No apiário 1 o ambiente possui a presença de pastagens e campo (formado com muitas ervas espontâneas), no apiário 2 observou-se cultivos de maracujá (Passiflora edulis L.) e milho (Zea mays L.). O apiário 3 estava situado próximo a plantações de cacau (Theobroma cacao L.), eucaliptos (Eucalyptus spp.) e algumas árvores de mata atlântica. A coleta das amostras foi realizada com os cuidados sanitários devidos, como uso de touca, luvas de nitrilo e utensílios estéreis, para evitar contaminação. As amostras foram acondicionadas em recipientes plásticos estéreis e posteriormente encaminhadas ao laboratório de análise.

Figura 1. Mapa com posição geográfica do local de amostragem, município de Jaguaquara (região sudeste da Bahia). Fonte: IBGE, ano 2010.

Determinação de resíduos de agrotóxicos no mel: todas as amostras de méis coletadas foram encaminhadas para identificação e determinação da concentração de resíduos de agrotóxicos no Instituto Tecnológico de Pernambuco (ITEP), localizado na cidade do Recife-PE. Foram selecionados 207 compostos para avaliação nas amostras de mel, sendo que o método utilizado para esta avaliação foi através de extração e purificação com acetonitrila, pelo método QuEChERS. Para identificação, confirmação e quantificação utilizou a cromatografia líquida de alta pressão com detectores massa-massa em série (LC-MS/MS) utilizando o equipamento UPLC-MS/MS, modelo Acquicty Xevo/TQ-S da Waters. As análises realizadas em triplicata. Esta técnica foi escolhida pelo fato de ser altamente eficiente, além de ser utilizada e sugerida pelos órgãos oficiais da União Européia e Estados Unidos. Toda a conduta analítica seguiu os parâmetros do UE (SANCO).

Análise polínica do mel: as amostras de mel foram preparadas conforme metodologia descrita por Jones e Bryant (2004), sendo que de cada amostra foi pesada uma massa de 10g diluída em 10 mL de água destilada e adicionada a 50 mL de álcool etílico a 95% (ETOH), sendo esta solução homogeneizada e centrifugada a 3000 rpm. Após este procedimento as amostras foram submetidas ao processo de acetólise proposto por Erdtman (1960). O sedimento polínico resultante do processamento foi utilizado para a confecção de lâminas com gelatina glicerinada usadas na identificação e contagem dos grãos de pólen que compõem o espectro polínico da amostra.

Para identificação dos tipos polínicos presentes nas amostras utilizou-se literatura especializada como Barth (1989), Roubik e Moreno (1991); Punt et al. (2007) e consulta ao material depositado na Palinoteca de Referência. Imagens de cada tipo polínico por amostra foram capturadas utilizando um microscópio óptico Olympus (CX41) com uma câmera digital Olympus (Evolt E-330) acoplada.

A determinação da classe de frequência de tipos polínicos foi realizada a partir da contagem consecutiva de até 1.000 grãos de pólen/amostra, sendo classificados segundo Louveaux et al. (1978) como: pólen dominante (PD- >45% do total de grãos), pólen acessório (PA- 16 a 45%), pólen isolado importante (PII- 3 a 15%) e pólen isolado ocasional (PIO- <3%). Adicionalmente calculou-se a frequência relativa para cada tipo polínico na amostra: FRA= (ni/N) x 100, onde: FRA = frequência relativa do tipo polínico na amostra ni = número de grãos de pólen do tipo polínico na amostra; N = número total de grãos de pólen na amostra. Adicionalmente foi utilizada Análise dos Componentes principais (ACP) e biplot para identificar a associação e predominância dos tipos polínios em cada amostra de mel, para tanto foi utilizado do programa PAST 3.x versão 3.20, abril de 2018 (HAMMER et al., 2001).

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Um total de 207 compostos de resíduos de agrotóxicos foi determinado, sendo que em todas as amostras avaliadas estes não foram detectados, o limite de detecção de cada composto é apresentado na Tabela 1. Os compostos determinados apresentam-se distribuídos de acordo com sua classificação sendo: 04 nematicidas, 11 acaricidas, 52 herbicidas, 64 inseticidas e 76 fungicidas.

A não detecção de traços de agrotóxicos no mel avaliado é um resultado satisfatório, considerando que se trata de um alimento natural. Adicionalmente, esta informação pode agregar valor a este produto apícola produzido no município de Jaguaquara, Bahia. Vale salientar que a não detecção dos resíduos avaliados pode ser um reflexo da sazonalidade na utilização de produtos fitossanitário em áreas cultivadas para o controle de pragas (IRUNGU et al., 2016).

Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Detecção (LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia.

Classificação

Composto

LD (mg.kg-1)

Classificação

Composto

LD (mg.kg-1)

Acaricida

Abamectin

0,005

Fungicida

Flusilazole

0,01

Acaricida

Benzoximate

0,01

Fungicida

Flutolanil

0,01

Acaricida

Etrimfos

0,01

Fungicida

Flutriafol

0,01

Acaricida

Fenazaquin

0,01

Fungicida

Hexaconazole

0,01

Acaricida

Fenpyroximate

0,01

Fungicida

Imazalil

0,01

Acaricida

Fenthion

0,01

Fungicida

Imibenconazole

0,01

Acaricida

Formetanate hidrochloride

0,01

Fungicida

Isoprothiolane

0,01

Acaricida

Hexythiazox

0,01

Fungicida

Kresoxim-methyl

0,01

Acaricida

Phosalone

0,01

Fungicida

Malaoxon

0,01

Acaricida

Propargit

0,01

Fungicida

Malathion

0,01

Acaricida

Tebufenpyrad

0,01

Fungicida

Mandipropamid

0,01

Fungicida

Acibenzolar-S-methyl

0,01

Fungicida

Mecarbam

0,01

Fungicida

Azaconazole

0,01

Fungicida

Mepanipyrim

0,01

Fungicida

Azoxystrobin

0,01

Fungicida

Mephosfolan

0,01

Fungicida

Benalaxyl

0,01

Fungicida

Mepronil

0,01

Fungicida

Boscalid

0,01

Fungicida

Metalaxyl-M

0,01

Fungicida

Bromuconazole

0,01

Fungicida

Metconazole

0,01

Fungicida

Bupirimate

0,01

Fungicida

Nuarimol

0,01

Fungicida

Carbendazim

0,01

Fungicida

Ofurace

0,01

Fungicida

Carboxin

0,01

Fungicida

Oxadixyl

0,01

Fungicida

Carpropamid

0,01

Fungicida

Paclobutrazol

0,01

Fungicida

Cyazofamide

0,01

Fungicida

Penconazole

0,01

Fungicida

Cymoxanil

0,01

Fungicida

Pencycuron

0,01

Fungicida

Cyproconazole

0,01

Fungicida

Prochloraz

0,01

Fungicida

Cyprodinil

0,01

Fungicida

Propamocarb

0,01

Fungicida

Dichlofluanid

0,05

Fungicida

Propiconazole (1; 2)

0,01

Fungicida

Difenoconazole (1,2)

0,01

Fungicida

Pyraclostrobin

0,01

Fungicida

Dimethomorph

0,01

Fungicida

Pyrifenox

0,01

Fungicida

Dimoxystrobin

0,01

Fungicida

Pyrimethanil

0,01

Fungicida

Diniconazole

0,01

Fungicida

Spiroxamine

0,01

Fungicida

Dodemorph

0,01

Fungicida

Tebuconazole

0,01

Fungicida

Epoxiconazole

0,01

Fungicida

Tetraconazole

0,01

Fungicida

Ethirimol

0,01

Fungicida

Thiabendazole

0,01

Fungicida

Famoxadone

0,01

Fungicida

Thiophanate methyl

0,01

Fungicida

Fenamidone

0,01

Fungicida

Thiophanox

0,01

Fungicida

Fenarimol

0,01

Fungicida

Thiophanox sulfone

0,01

Fungicida

Fenbuconazole

0,01

Fungicida

Thiophanox sulfoxide

0,01

Fungicida

Fenfuram

0,01

Fungicida

Tolclofos-methyl

0,01

Fungicida

Fenhexamid

0,01

Fungicida

Triadimefon

0,01

Fungicida

Fenpiclonil

0,01

Fungicida

Triadimenol

0,01

Fungicida

Fenpropidin

0,01

Fungicida

Tricyclazole

0,01

Fungicida

Fluquinconazole

0,01

Fungicida

Trifloxystrobin

0,01



Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Quantificação (LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia. Continuação.

Classificação

Composto

LD (mg.kg-1)

Classificação

Composto

LD (mg.kg-1)

Fungicida

Triflumizole

0,01

Herbicida

Prometryn

0,01

Fungicida

Triticonazole

0,01

Herbicida

Propachlor

0,01

Fungicida

Zoxamide

0,01

Herbicida

Propanil

0,01

Herbicida

Ametryn

0,01

Herbicida

Propazine

0,01

Herbicida

Amidosulfuron

0,01

Herbicida

Pyridate

0,01

Herbicida

Atrazine

0,01

Herbicida

Quimerac

0,01

Herbicida

Bensulfuron methyl

0,01

Herbicida

Quizalofop-ethyl

0,01

Herbicida

Bromacil

0,01

Herbicida

Simazine

0,01

Herbicida

Chlopyralid

0,01

Herbicida

Terbutilazin

0,01

Herbicida

Chlorbromuron

0,01

Herbicida

Thifensulfuron-methyl

0,01

Herbicida

Chloridazon

0,01

Herbicida

Thiobencarb

0,01

Herbicida

Chlortoluron

0,01

Herbicida

Triasulfuron

0,01

Herbicida

Clodinafop-propargyl

0,01

Herbicida

Triflusulfuron-methyl

0,01

Herbicida

Cyanazine

0,01

Inseticida

Acephate

0,01

Herbicida

Cyanofenphos

0,01

Inseticida

Acetamiprid

0,01

Herbicida

Cycloate

0,01

Inseticida

Aminocarb

0,01

Herbicida

Desmedipham

0,01

Inseticida

Analazine

0,05

Herbicida

Desmetryn

0,01

Inseticida

Azinphos-ethyl

0,01

Herbicida

Diuron

0,01

Inseticida

Azinphos-methyl

0,01

Herbicida

Fenoprop

0,01

Inseticida

Buprofezin

0,01

Herbicida

Fenuron

0,01

Inseticida

Carbaryl

0,01

Herbicida

Flanprop-isopropyl

0,01

Inseticida

Carbofuran

0,01

Herbicida

Flanprop-methyl

0,01

Inseticida

Chlorfenvinphos

0,01

Herbicida

Flazasulfuron

0,01

Inseticida

Chlorfluazuron

0,01

Herbicida

Fluazifop-P-butyl

0,01

Inseticida

Chlorpyrifos

0,01

Herbicida

Flufenacete

0,01

Inseticida

Chlorthiophos

0,01

Herbicida

Haloxyfop-R-methyl

0,01

Inseticida

Clothianidin

0,01

Herbicida

Imazapyr

0,01

Inseticida

Coumaphos

0,01

Herbicida

Isoproturon

0,01

Inseticida

Diazinon

0,01

Herbicida

Isoxaflutole

0,01

Inseticida

Dimethoate

0,01

Herbicida

Linuron

0,01

Inseticida

Dioxacarb

0,01

Herbicida

Mefenacet

0,01

Inseticida

EPN

0,01

Herbicida

Mesotrione

0,01

Inseticida

Ethiofencarb

0,01

Herbicida

Metabenziazuron

0,01

Inseticida

Ethiprole

0,01

Herbicida

Metamitron

0,01

Inseticida

Ethoprophos

0,01

Herbicida

Metobromuron

0,01

Inseticida

Etofenprox

0,01

Herbicida

Monuron

0,01

Inseticida

Fenamiphos

0,01

Herbicida

Napropamide

0,01

Inseticida

Fenobucarb

0,01

Herbicida

Neburon

0,01

Inseticida

Fenoxycarb

0,01

Herbicida

Paraoxon-ethyl

0,01

Inseticida

Fipronil

0,01

Herbicida

Pendimethalin

0,01

Inseticida

Furathiocarb

0,01

Herbicida

Prometon

0,01

Inseticida

Halofenozide

0,01

Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Quantificação (LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia. Continuação.

Classificação

Composto

LD (mg.kg-1)

Classificação

Composto

LD (mg.kg-1)

Inseticida

Imidacloprid

0,01

Inseticida

Propoxur

0,01

Inseticida

Indoxacarb

0,01

Inseticida

Pyridaben

0,01

Inseticida

Iprovalicarb

0,01

Inseticida

Pyriproxyfen

0,01

Inseticida

Isofenphos

0,01

Inseticida

Rotenone

0,01

Inseticida

Isoprocarb

0,01

Inseticida

Spinosad (A; D)

0,01

Inseticida

Isoxathion

0,01

Inseticida

Sulfotep

0,01

Inseticida

Ivermectin

0,01

Inseticida

Tebufenozide

0,01

Inseticida

Methamidophos

0,01

Inseticida

Terbufos

0,01

Inseticida

Methidathion

0,01

Inseticida

Terbumeton

0,01

Inseticida

Methiocarb

0,01

Inseticida

Thiacloprid

0,01

Inseticida

Methiocarb sulfone

0,01

Inseticida

Thiametoxam

0,01

Inseticida

Methiocarb sulfoxide

0,01

Inseticida

Thiodicarb

0,01

Inseticida

Methomyl

0,01

Inseticida

Triazophos

0,01

Inseticida

Nitenpyram

0,01

Inseticida

Trichlorfon

0,01

Inseticida

Omethoate

0,01

Inseticida

Vamidothion

0,01

Inseticida

Phenthoate

0,01

Nematicida

Fosthiazate

0,01

Inseticida

Phosmet

0,01

Nematicida

Isazofos

0,01

Inseticida

Profenofos

0,01

Nematicida

Oxamyl

0,01

Inseticida

Promecarb

0,01

Nematicida

Oxamyl-oxime

0,01

Inseticida

Propetamphos

0,01

 

 

 



O mel analisado foi colhido entre novembro e dezembro de 2017, período mais seco com número mais reduzido de culturas anuais, que na região de estudo concentram-se entre os meses de março a julho. No entanto, este município localizado no sudoeste baiano integra a região conhecida na Bahia como polo produtor de hortaliças, sendo que muitos agricultores familiares de Jaguaquara cultivam hortaliças (batata-inglesa, couve-flor, cenoura, chuchu e tomate) ao longo do ano (SEBRAE, 2017). Assim, os resultados são satisfatórios no que diz respeito à segurança do mel avaliado quanto a contaminação com resíduos de agrotóxicos coletados nesta época, contudo, maiores estudos científicos devem ser realizados em épocas diferentes visando análises quanto a presença dos agrotóxicos mais utilizados e comercializados atualmente que são: (Glifosato, Dicloreto de paraquete (bipiridílio), 2,4 d (ácido arlloxialcanoico, Óleo mineral (hidrocarbonetos alinfaticos), Acefato, (organofosforado), Metomil (metilcarbomato de oxima), Clorpirifós (organofosforado), Atrazina), visando com isso a segurança alimentar para consumo deste produto.

Os resultados obtidos para determinação e quantificação de resíduos de agrotóxicos no mel de Apis mellifera produzido em Jaguaquara, Bahia são promissores, pois remete a possibilidade produção de mel de excelente qualidade nesta região, contudo para que este alimento seja certificado como orgânico o mesmo deve apresentar características diferenciadas, sendo uma das mais relevantes ser um produto livre de agrotóxico. Considerando que a preocupação com resíduos de material tóxico torna os consumidores mais exigentes, sendo a certificação de mel orgânico um elemento diferencial que agrega valor a este alimento (RIAL-OTERO et al., 2007; GOMES et al., 2011), o monitoramento do mel produzido nessa região é de fundamental importância.

Diferentes resultados foram encontrados por Darko et al. (2017) em análise de mel onde foram identificados e quantificados os resíduos dos agrotóxicos Aldrin, γ-HCH, β-HCH, chlorpyrifos, cyfluthrin, cypermethrin, deltamethrin, diazinon, dimethoate, ∑endosulfan, ∑DDT, fenvalerate, methoxychlor, malathion e permethrin todos com concentração média de 0,01 mg.kg-1. Adicionalmente este autores relatam que a cyfluthrin e a permethrin foram detectadas em concentrações médias de 0,02 e 0,04 mg.kg-1, respectivamente. Os autores concluíram que todos os resíduos de agrotóxicos detectados eram muito baixos e abaixo dos respectivos limites máximos de resíduos estabelecidos pela União Europeia. Assim, os resíduos de pesticidas nas amostras de mel analisadas não representavam risco para a saúde dos consumidores. No presente estudo os compostos inseticidas chlorpyrifos, diazinon e fungicidas malathion não foram detectados, sendo o limite de detecção (LD<0,01 mg.kg-1).

Em estudo realizado por Irungu et al. (2016) para determinação de resíduos de agrotóxicos em 28 amostras de mel foi verificada a presença de 17 compostos em uma gama de 96 agrotóxicos investigados. Entretanto apenas o malathion (0,092 mg.kg-1), um organofosforado que tem múltiplos usos, foi detectado em um nível maior do que os níveis Limites Máximos de Resíduos (LMR) estabelecidos pela Codex Alimentarius (0,05 mg.kg-1). Salientando que o malathion é conhecido por não ser persistente no ambiente. Estes autores registraram para a maioria dos compostos concentrações cerca de 10 vezes menores do que os níveis de LMR estabelecidos.

A presença de resíduos de agrotóxicos foi confirmada nas amostras de mel, pólen e no corpo da abelha em estudo realizado por Kasiotis et al. (2014), sendo apontando por esses autores que 73% das amostras de abelhas foram positivas a presença de Produtos para Proteção de Plantas (PPP), 43% das amostras de pólen e apenas 0,1% das amostras de mel foram positivas a presença dessas substâncias, pois as abelhas tem contato com as plantas, mas nem todo agrotóxico tem contato com o mel. As amostras avaliadas em nosso estudo também revelaram que não foi detectado traços de nenhum dos compostos determinados (Tabela 1).

O método analítico utilizado para análise do mel no presente estudo também foi adotado por Oliveira et al. (2016) que verificaram a presença de agrotóxicos em 33% das amostras de pólen apícola e confirmaram a eficiência do método analítico validado, apontando necessidade de monitoramento da presença de resíduos nas áreas de entorno dos apiários. Outros autores como Kasiotis et al. (2014), Irungu et al. (2016) e Darko et al., (2017) também afirmam a eficiência deste método analítico para avaliação de resíduos de agrotóxicos em mel.

Embora as amostras de méis não tenham apresentado concentrações detectáveis para os resíduos de agrotóxicos analisados, é importante salientar que observamos o cultivo de cacau (Theobroma cacao L.), o que serve de alerta para o monitoramento da qualidade do mel produzido neste ambiente, pois o cacau é uma cultura onde um número elevado de pulverizações é relatado desde a década de 1970, devido aos problemas provocados pelo fungo causador da vassoura-de-bruxa (Crinipellis perniciosa (Stahel) Singer.), sendo o controle do mesmo, na maioria dos casos realizado com produtos fitossanitários, que consequentemente deixam resíduos no ambiente (ZAMBONELLI et al., 1996; MEINHARDT et al., 2008).

Outro fator a ser considerado é o comportamento de forrageamento das abelhas (MALERBO-SOUZA; SILVA, 2011), sendo possível que estes insetos visitem as flores em períodos em que não tenha ocorrido pulverizações, pois estas podem acontecer em períodos diferentes a depender da cultura, tendo assim um diagnóstico negativo quanto à presença de agrotóxicos, não correspondendo a realidade quanto à presença destes produtos. Adicionalmente, deve-se considerar também o efeito residual dos produtos químicos utilizados no controle de pragas, sendo que alguns compostos tem baixa persistência no ambiente (CORRÊA; SALGADO, 2011).

A produção de méis de qualidade não é uma exigência somente do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, mas sim de toda uma sociedade que clama por alimentos mais seguros, saudáveis e livres de agrotóxicos, proporcionando uma melhoria na saúde e na qualidade de vida dos consumidores, além de proporcionar um diferencial para assegurar grande competitividade ao setor apícola do Brasil em relação a outros países em um mercado que se consolida cada vez mais pela qualidade destes produtos. Adicionalmente, informações referentes a origem botânica desse produto além de agregar valor ao mesmo, auxilia na compreensão da composição do mel.

O espectro polínico das amostras de méis analisadas está apresentado na Tabela 2. Foram identificados 20 tipos polínicos distribuídos em 12 famílias, sendo que apenas 1 tipo polínico não teve sua afinidade botânica determinada. A diversidade de tipos polínicos indica a característica multifloral dos méis analisados.

Tabela 2. Espectro polínico de amostras de méis de Apis mellifera L. provenientes de Jaguaquara, Bahia.

Família

Tipo Polínico

Amostras*

Frequência Relativa (%)

I

II

III

Anacardiaceae

Schinus terebinthifolius

2,09 (PIO)


67,00 (PD)

67

Asteraceae

Bidens

31,41 (PA)

0,30 (PIO

0,50 (PIO)

100


Elephantopus



0,20 (PIO)

33


Vernonia

0,17 (PIO)


0,30 (PIO)

67

Convolvulaceae

Jacquemontia

0,17 (PIO)



33

Euphorbiaceae

Euphorbia


1,80 (PIO

0,90 (PIO)

67

Fabaceae

Caesalpinia



0,20 (PIO)

33


Mimosa caesalpiniifolia


0,80 (PIO)

0,70 (PIO)

67


Mimosa pudica

55,84 (PD)

0,30 (PIO)

0,80 (PIO)

100


Mimosa tenuiflora



0,20 (PIO)

33

Lamiaceae

Salvia



0,20 (PIO)

33

Lythraceae

Cuphea

0,17 (PIO)



33

Malvaceae

Sida



0,30 (PIO)

33

Myrtaceae

Eucalyptus


63,40 (PD)

22,70 (PA)

67


Psidium

10,12 (PII)

29,80 (PA)

1,30 (PIO)

100

Poaceae

Tipo Poaceae


0,10 (PIO)

0,10 (PIO)

67

Rubiaceae

Borreria verticillata


0,80 (PIO)


33


Waltheria


0,40 (PIO)


33

Verbenaceae

Lantana camara


2,30 (PIO)

4,50 (PII)

67

Tipo ND

Tipo ND

 

 

0,10 (PIO)

33

* Classe de frequência de acordo segundo Louveaux et al. (1978): pólen dominante (PD- >45% do total de grãos), pólen acessório (PA- 16 a 45%), pólen isolado importante (PII- 3 a 15%) e pólen isolado ocasional (PIO- <3%). ND= Não determinado.

As famílias Fabaceae, Asteraceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentaram a maior diversidade de tipos polínicos nos méis analisados (Figura 2). No espectro polínico de méis de origens geográficas distintas geralmente a família Fabaceae se destaca em número de tipos polínicos (COSTA et al., 2015; NASCIMENTO et al., 2015; SOUZA et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017). Espécies desta família são consideradas muito importantes para criação de abelhas a exemplo, representantes do gênero Mimosa Benth. nas quais as abelhas podem coletar os recursos tróficos (pólen e néctar) importantes para nutrição dos indivíduos da colônia (MAIA-SILVA et al., 2012). Nesse sentido, a conservação de espécies desta família botânica no pasto apícola é de fundamental importância.



Figura 2. Distribuição percentual do número de tipos polínicos identificados no mel de Apis mellifera L. proveniente de Jaguaquara, Bahia por família botânica.

Asteraceae também é uma família com importância relevante para criação de abelhas, com espécies consideradas nectaríferas, destacando-se o gênero Vernonia, popularmente chamadas de assa-peixe. Na região do Recôncavo Sul da Bahia Vidal et al. (2008) relataram que o período com maior secreção de néctar ocorre entre julho e setembro, período com pico de floração do assa-peixe branco (Vernonia membranacea Gardner.), assa-peixe roxo (Vernonia fruticulosa Mart. ), balainho de velho (Eupatorium ballotaefolium  Kunth.) e bamburral (Centratherum violaceum (Schrank) Gleason) todos representantes desta família botânica. No espectro polínico do mel avaliado neste estudo o tipo Vernonia ocorreu como pólen isolado ocasional (Tabela 2).

Myrtaceae é uma das famílias mais importantes no território nacional, com mais de uma centena de espécies distribuídas principalmente nos gêneros Eugenia, Myrcia e Calyptranthes. Para os polinizadores o pólen é o principal recurso oferecido, sendo o recurso primário pelo qual as abelhas visitam suas flores (GRESSLER et al., 2006). A presença de representantes desta família no espectro polínico do mel tem relevância para caracterização geográfica deste produto.

Diversos estudos apontam Rubiaceae como importante representante grupo de espécies vegetais potenciais para produção apícola. Os gêneros Borreria e Richardia são comumente relatados entre os tipos polínicos identificados em mel (VIDAL et al., 2008; NASCIMENTO et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017). As amostras avaliadas apresentaram dois tipos polínicos de representantes desta família, sendo que ocorreram como pólen isolado ocasional, conforme apresentado na Tabela 2.

Os tipos polínicos Bidens, Mimosa pudica e Psidium foram identificados em 100% das amostras. Os tipos Eucalyptus, Mimosa pudica e Schinus terebinthifolius ocorreram como pólen dominante (PD) (Figura 3). No espectro polínico do mel de A. mellifera estes tipos polínicos são geralmente encontrados (OLIVEIRA et al., 2010; ARAUJO et al., 2013; NASCIMENTO et al., 2015; SIMEÃO et al., 2015). Observa-se a partir desses representantes mais frequentes entre as amostras e dos demais tipos polínicos o hábito generalista dessas abelhas como relatado por Costa et al. (2015).

Considerando que a afinidade botânica dos tipos polínicos Bidens e Mimosa pudica são representantes de espécies com hábito de crescimento herbáceo, ervas espontânea, que em áreas de cultivos muitas vezes são eliminadas para evitar competição. Esse fato aponta para a necessidade de conhecimento da flora utilizada pela abelha, para que estas sejam conservadas, assim como para a importância do monitoramento do mel, uma vez que em áreas cultivadas podem ser realizadas aplicações de herbicidas para eliminação dessas plantas espontâneas e organismos pragas da cultura de interesse, como consequência pode ocorrer a contaminação dos produtos da colmeia com resíduos de agrotóxicos.

Figura 3. Fotomicrografia dos tipos polínicos (PD e PA) identificados no mel de Apis mellifera L. proveniente de Jaguaquara, Bahia. A-B: Eucalyptus, C: Psidium, D-E: Schinus terebinthifolius e F: Mimosa pudica. Escala de 10µm.

Pela Análise dos Componentes Principais (ACP) foi possível verificar que os dois primeiros componentes foram suficientes para explicar o total de 99,09% da variação total dos dados (Figura 4). O primeiro ACP explica 54,04% e essa variação, como identificada pela análise de biplot, é influenciada pelos tipos polínicos Elephantopus, Lantana camara, M. tenuiflora, Schinus terebinthifolius, Salvia e Sida, sendo estes tipos preferidos na atividade de forrageamento da A. mellifera para composição do mel da amostra III. O segundo ACP explica 45,04% da variação influenciada pelos tipos Bidens, Cuphea, Jacquemontia e M. pudica, sendo estes tipos os preferidos para coleta de recursos na amostra I. Para amostra II os tipos Borreria verticilata, Eucalyptus e Waltheria possivelmente foram os recursos que mais influenciaram na composição deste mel.

Embora as amostras de méis analisadas possam ser classificadas como mel multifloral (Tabela 2), estes apresentam composição distinta em relação a influencia de cada tipo polínico, conforme Figura 4, o que pode conferir características sensoriais e físico-químicas possivelmente diferenciadas.

Figura 4. Gráfico de dispersão da Análise de Componentes Principais (ACP) e biplot, relacionando os tipos polínicos preferidos por Apis mellifera L. em cada amostra de mel.

CONCLUSÃO

Os méis analisados apresentam requisitos de qualidade quanto a presença de resíduos de agrotóxicos, em todas as amostras avaliadas, não foi detectada a presença de nenhum composto analisados. No entanto, estudos científicos mais detalhados devem ser realizados em diferentes épocas, visando à segurança alimentar e consumo deste produto. O espectro polínico do mel proveniente de Jaguaquara, Bahia foi diversificado com contribuição expressiva de tipos polínicos de Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentando características de mel multifloral.

REFERÊNCIAS

ARAUJO, D. F. D. et al. Pollen content in honey of Apis mellifera Linnaeus (Hymenoptera, Apidae) in an atlantic forest fragment in the municipality of Piracicaba, São Paulo State, Brazil. Sociobiology, Feira de Santana, v. 60, n. 4, p. 436-440, 2013.

BARTH, M. O. Melissopalynology in Brazil: a review of pollen analysis of honeys, propolis and pollen loads of bees. Scientia Agricola, Piracicaba, v.61, n.3, p.342-350, 2004.

BARTH, O. M. O pólen no mel brasileiro. Rio de Janeiro, RJ: Luxor, 1989. 152 p.

BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Instrução Normativa 11, de 20 de outubro de 2000. Regulamento técnico de identidade e qualidade do mel. Disponível em: <http://www.agricultura.gov.br/sda/dipoa/anexo_intrnorm11.htm>. Acesso em: 15 jan. 2017.

CORRÊA, J. C. R.; SALGADO, H. R. N. Atividade inseticida das plantas e aplicações: revisão. Revista Brasileira de Plantas Medicinais, Botucatu, v. 13, n. 4, p. 500-506, 2011.

COSTA, S. N. et al. Pollen sources used by Apis mellifera Latreille in the semiarid region. Ciência Animal Brasileira, Goiânia, v. 16, n. 4, p. 491-497, 2015.

DARKO, G. et al. Pesticide residues in honey from the major honey producing forest belts in Ghana. Journal of Environmental and Public Health, London, v. 2017, n. 1, p.1-6, 2017.

ERDTMAN, G. The acetolysis method. A revised description. Svensk Botanisk Tidskrift, Uppsala, v. 54, n. 1, p. 561-564, 1960.

GOMES, T. et al. Study of organic honey from the northeast of Portugal. Molecules, Basel, v. 16, p. 5374-5386, 2011.

GRESSLER, E.; PIZO, M. A.; MORELLATO, L. P. C. Polinização e dispersão de sementes em Myrtaceae do Brasil. Brazilian Journal of Botany, São Paulo, v. 29, n. 4, p. 509-530, 2006.

HAMMER, Ø.; HARPER, D. A. T.; RYAN, P. D. Past: Paleontological Statistics software package for education and data analysis. Palaeontologia Electronica, Osaka, v.4, n.1, p.9, 2001.

IRUNGU, J.; RAINA, S.; TORTO, B. Determination of pesticide residues in honey: a preliminary study from two of Africa’s largest honey producers. International Journal of Food Contamination, London, v. 3, n. 14, p. 2-14, 2016.

JONES, G. D.; BRYANT JR., V. M. The use of ETOH for the dilution of honey. Grana, Stockholm, v. 43, p. 174-182, 2004.

KASIOTIS, K. M. et al. Pesticide residues in honeybees, honey and bee pollen by LC–MS/MS screening: Reported death incidents in honeybees. Science of the Total Environment, California, v. 485-486, p. 633-642, 2014.

LOUVEAUX, J.; MAURIZIO, A.; VORWOHL, G. Methods of melissopalynology. Bee World, Graz, v. 59, n. 4, p. 139 -157, 1978.

MAIA-SILVA, C. et al. Guia de plantas: visitadas por abelhas na Caatinga. 1. ed. Fortaleza, CE: Fundação Brasil Cidadão, 2012. 191 p.

MALERBO-SOUZA, D. T.; SILVA, F. A. S. Comportamento forrageiro da abelha africanizada Apis mellifera L. no decorrer do ano. Acta Scientiarum. Animal Sciences, Maringá, v. 33, n. 2, p. 183-190, 2011.

MATOS, V. R.; SANTOS, F. A. R. Pollen in honey of Melipona scutellaris L. (Hymenoptera: Apidae) in an Atlantic rainforest area in Bahia, Brazil. Palynology, Stockholm, v. 41, n. 1, p. 144-156, 2017.

MEINHARDT, L. W. et al. Moniliophthora perniciosa, the causal agent of witches' broom disease of cacao: what's new from this old foe?. Molecular Plant Pathology, Raleigh, v. 9, n. 5, p. 577-88, 2008.

NASCIMENTO, A. S.; CARVALHO, C. A. L.; SODRÉ, G. S. The pollen spectrum of Apis mellifera honey from Reconcavo of Bahia, Brazil. Journal of Scientific Research and Reports, Hooghly, v. 6, n. 6, p. 426-438, 2015.

NASCIMENTO, A. S. et al. Honey from stingless bee as indicator of contamination with metals. Sociobiology, Feira de Santana, v. 65, n. 4, p. 727-736, 2018.

OLIVEIRA, P. P.; VAN DEN BERG, C.; SANTOS, F. A. R. Pollen analysis of honeys from Caatinga vegetation of the state of Bahia, Brazil. Grana, Stockholm, v. 49, n. 1, p. 66-75, 2010.

OLIVEIRA, M. A. et al. Bioindicadores ambientais: insetos como um instrumento desta avaliação. Revista Ceres, Viçosa, v. 61, suppl., p. 800-807, 2014.

OLIVEIRA, R. C. et al. Bee pollen as a bioindicator of environmental pesticide contamination. Chemosphere, New York, v. 163, p. 525-534, 2016.

OSHITA, D.; JARDIM, I.C.S.F. Comparação de métodos por cromatografia líquida na determinação de multirresíduos de agrotóxicos em morangos. Química Nova, São Paulo, v. 38, n. 10, p. 1273-1281, 2015.

PERUGINI, M. et al. Heavy metal (Hg, Cr, Cd, and Pb) contamination in urban areas and wildlife reserves: honeybees as bioindicators. Biological Trace Element Research, New York, v. 140, n. 2, p. 170-176, 2011.

PIGNATI, W.A. et al. Distribuição espacial do uso de agrotóxicos no Brasil: uma ferramenta para a Vigilância em Saúde. Ciência & Saúde Coletiva, Rio de Janeiro, v. 22, n. 10, p. 3281-3293, 2017.

PIRES, C. S. S. et al. Enfraquecimento e perda de colônias de abelhas no Brasil: há casos de CCD?. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 51, n. 5, p. 422-442, 2016.

PUNT, W. et al. Glossary of pollen and spore terminology. Review of Palaeobotany and Palynology, New York, v. 143, p. 1-81. 2007.

RIAL-OTERO, R. et al. Chromatographic-based methods for pesticide determination in honey: An overview. Talanta, New York, v. 71, p. 503-514, 2007.

RISSATO, S. R. et al. Multiresidue method for monitoring environmental contamination by pesticides in the Bauru region (SP) using honey as bioindicator. Química Nova, São Paulo, v. 29, n. 5, p. 950-955, 2006.

ROUBIK, D. W.; MORENO, J. E. P. Pollen and Spores of Barro Colorado Island. St Louis, Miss.: Missouri Botanical Garden, 1991. 268 p.

SEBRAE - Serviço de Apoio às Micro e Pequenas Empresas Bahia. Agronegócio: Horticultura. Salvador, BA: Sebrae, 2017, 46 p.

SIMEÃO, C. M. G. et al. Pollen analysis of honey and pollen collected by Apis mellifera Linnaeus, 1758 (Hymenoptera, Apidae), in a mixed environment of Eucalyptus plantation and native Cerrado in Southeastern Brazil. Brazilian Journal of Biology, São Paulo, v. 75, n. 4, p. 821-829, 2015.

SOUZA, L. S. et al. Pollen spectrum of the honey of uruçu bee (Melipona scutellaris Latreille, 1811) (Hymenoptera: Apidae) in the North Coast of Bahia State. Acta Scientiarum, Maringá, v. 37, p. 483-489, 2015.

TSUTSUMI, L. H.; OISHI, D. E. Farm and Forestry Production and Marketing Profile for Honey Bees (Apis mellifera). In: ELEVITCH, C. R. (ed.). Specialty Crops for Pacific Island Agroforestry. Permanent Agriculture Resources (PAR), Holualoa, 2010. 29 p.

VIDAL, M.G.; SANTANA, N.S.; VIDAL, D. Apicultural flora and apiary management in the Reconcavo - South Bahia region. Revista Acadêmica Ciências Agrárias e Ambientais, Curitiba, v. 6, n. 4, p. 503-509, 2008.

VON DER OHE, W. et al. Harmonized methods of melissopalynology. Apidologie, New York, v. 35, n. 1, p. S18-S25, 2004.

ZAMBONELLI, A. et al. Effect of essential oils on phytopathogenic fungi in vitro. Journal of Phytopathology, Berlin, v. 144, n. 9/10, p. 491-494, 1996.



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