DETERMINAÇÃO DE RESÍDUOS DE AGROTÓXICOS EM MEL E ANÁLISE PALINOLÓGICA¹

EMANOEL DIVINO DA SILVA JUNIOR², GABRIELA ANDRADE DE OLIVEIRA NEVES^2*, ANDREIA SANTOS DO NASCIMENTO³

* Autor para correspondência

¹ Recebido para publicação em xx/xx/2019; aceito em xx/xx/2019.

Extraído da dissertação de mestrado do primeiro autor.

²Mestrado Profissional em Desenvolvimento Regional e Meio Ambiente, Faculdade Maria Milza, Governador Mangabeira, Bahia, Brasil; gabyufba@gmail.com; junioredsjr@gmail.com.

³ Centro de Ciências Agrárias, Ambientais e Biológicas, Universidade Federal do Recôncavo da Bahia, Cruz das Almas, Bahia, Brasil; asndea@gmail.com – ORCID: 0000-0001-5236-0460.

RESUMO

O mel é um alimento de composição complexa, sendo este o produto apícola mais consumido no mundo. Análises que auxiliem no controle de qualidade deste produto como a determinação de contaminantes é importante para garantir um bom produto ao consumidor final. Deste modo, o objetivo deste estudo foi analisar a presença de resíduos de agrotóxicos e o espectro polínico do mel de Apis mellifera L. produzido no município de Jaguaquara, Bahia. Para determinação dos resíduos de agrotóxicos foi utilizada como técnica analítica a cromatografia líquida de alta pressão com detectores massa-massa (LC-MS/MS). A análise polínica foi realizada seguindo os padrões internacionais de preparo das amostras, para posterior identificação e classificação dos tipos polínicos. Um total de 207 compostos foi avaliado, sendo que em todas as amostras não foi detectado traços destes agrotóxicos. Os compostos avaliados apresentam-se distribuídos de acordo com sua classificação de ação sendo nematicidas (4), acaricidas (11), herbicidas (52), inseticidas (64) e fungicidas (76). Foram identificados 20 tipos polínicos distribuídos em 12 famílias. Os tipos polínicos Bidens, Mimosa pudica e Psidium foram identificados em 100% das amostras. O mel analisado apresenta requisitos de qualidade quanto a presença de resíduos de agrotóxicos, em todas as amostras avaliadas os compostos avaliados não foram detectados. O espectro polínico do mel proveniente de Jaguaquara, Bahia foi diversificado com contribuição expressiva de tipos polínicos de Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentando características de mel multifloral.

Palavras-chave: LC-MS/MS. Apis mellifera. Contaminação. Cromatografia

DETERMINATION OF PESTICIDE RESIDUES IN HONEY AND POLYNOLOGICAL ANALYSIS

ABSTRACT

Honey is a food of complex composition, being this the bee product more consumed in the world. Analyzes that aid in the quality control of this product as the determination of contaminants are important to ensure a good product to the final consumer. Thus, the objective of this study was to analyze the presence of pesticides residues and the pollen spectrum of Apis mellifera L. honey produced in the city of Jaguaquara, Bahia. For determination of pesticide residues were used as analytical technique the High-performance liquid chromatography mass-mass (LC-MS/MS). The pollen analysis was carried out following the international standards of preparation of the samples, for later identification and classification of the pollen types. A total of 207 compounds were determined, and in all the samples evaluated no traces of pesticides were detected. The determined compounds are distributed according to their classification being nematicides (4), acaricides (11), herbicides (52), insecticides (64) and fungicides (76). Twenty pollen types were identified in 12 families. The pollen types Bidens, Mimosa pudica and Psidium were identified in 100% of the samples. The analyzed honey presents quality requirements regarding the presence of pesticide residues, in all evaluated samples the compounds evaluated were not detected. The pollen spectrum of the honey from Jaguaquara, Bahia was diversified with a significant contribution of pollen types of Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae and Rubiaceae presenting characteristics of multifloral honey.

Keywords: LC-MS/MS. Apis mellifera. Contamination. Chromatography

INTRODUÇÃO

O uso de agrotóxicos na agricultura brasileira é um problema de saúde pública, dadas as contaminações no ambiente, nos alimentos e consequentemente dos seres humanos. A elevada utilização de produtos fitossanitários no Brasil deve-se ao fato de ser um dos maiores produtores agropecuários do mundo e o segundo no ranking de exportação desses produtos (PIGNATI et al., 2017). No entanto, pulverizações com agrotóxicos também afetam negativamente a atividade apícola, pois provoca a mortalidade das colônias e contaminação dos produtos da colmeia, a exemplo do mel, um dos principais produtos das abelhas. Por se tratar de um produto natural que remete a ideia que este gênero é livre de impurezas, a avaliação da qualidade deste alimento faz-se necessário (TSUTSUMI; OISHI, 2010; PIRES et al., 2016).

As abelhas na sua atividade de forrageamento podem entrar em contato com contaminantes que podem ser transferidos para os produtos da colmeia. Considerando que muitos apiários podem ser instalados em locais mais sujeitos a contaminação, como exemplo próximo de áreas urbanas, industriais e grandes pólos agrícolas (PERUGINI et al., 2011, NASCIMENTO et al., 2018), é relevantes estudos direcionados ao monitoramento de produtos apícolas como mel, pólen, própolis e geleia real afim de garantir um produto final de qualidade para o consumidor.

O monitoramento realizado com abelhas e seus produtos pode ser um importante indicador biológico quanto à presença de resíduos de agrotóxicos podendo auxiliar a avaliação do potencial de risco destes materiais tóxicos à saúde do consumidor, pois fornece informações sobre o uso destes produtos químicos nos campos de colheita como também em seu entorno (RISSATO et al., 2006). A cromatografia líquida e a cromatografia gasosa são métodos usados para o monitoramento de resíduos de agrotóxicos, sendo que estas técnicas englobam separação, identificação e quantificação de analitos (OSHITA; JARDIM, 2015). Pesquisas com produtos da colmeia confirmam a eficiência destas técnicas para avaliação dos mesmos (KASIOTIS et al., 2014; IRUNGU et al., 2016; DARKO et al., 2017).

Adicionalmente, a identificação da flora visitada pela abelha para coleta de recursos tróficos pode auxiliar no entendimento das possíveis fontes de contaminação dos produtos da colmeia. Uma vez que se a flora (matéria prima) esta contaminada, logo os produtos da colmeia possivelmente serão contaminados. Para tanto, a análise polínica é uma ferramenta importante e muito utilizada para identificação da origem botânica do mel (OLIVEIRA et al., 2014; NASCIMENTO et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017).

Dessa forma, o objetivo deste estudo foi analisar a presença de resíduos de agrotóxicos utilizando a técnica da cromatografia, bem como identificar o espectro polínico do mel de Apis mellifera L. produzido no município de Jaguaquara, Bahia, sendo este município situado em uma região considerado polo produtivo de hortaliças do estado. Portanto, os apiários desta região estão sujeitos a cargas de poluentes (resíduos de agrotóxicos) oriundos da atividade agrícola.

MATERIAL E MÉTODOS

Localização e coleta das amostras: o mel de Apis mellifera L. avaliado foi coletados no segundo semestre de 2017, entre os meses de novembro e dezembro, no município de Jaguaquara (Latitude: 13° 31' 43'' Sul, Longitude: 39° 58' 36''), localizado no Sudoeste Baiano (Figura 1).

As amostras de mel foram adquiridas em três apiários distintos, sendo estes situados a uma distância de aproximadamente 15 km um do outro. Em cada apiário foram selecionadas quatro colmeias (padrão Langstroth), sendo coletada de cada colmeia uma amostra de mel compostas por aproximadamente 250 mL totalizando um litro deste produto. Desta forma, em cada apiário obtivemos quatro amostras que foram homogeneizadas constituindo uma amostra por apiário de 1L de mel.

No apiário 1 o ambiente possui a presença de pastagens e campo (formado com muitas ervas espontâneas), no apiário 2 observou-se cultivos de maracujá (Passiflora edulis L.) e milho (Zea mays L.). O apiário 3 estava situado próximo a plantações de cacau (Theobroma cacao L.), eucaliptos (Eucalyptus spp.) e algumas árvores de mata atlântica. A coleta das amostras foi realizada com os cuidados sanitários devidos, como uso de touca, luvas de nitrilo e utensílios estéreis, para evitar contaminação. As amostras foram acondicionadas em recipientes plásticos estéreis e posteriormente encaminhadas ao laboratório de análise.

Figura 1. Mapa com posição geográfica do local de amostragem, município de Jaguaquara (região sudeste da Bahia). Fonte: IBGE, ano 2010.

Determinação de resíduos de agrotóxicos no mel: todas as amostras de méis coletadas foram encaminhadas para identificação e determinação da concentração de resíduos de agrotóxicos no Instituto Tecnológico de Pernambuco (ITEP), localizado na cidade do Recife-PE. Foram selecionados 207 compostos para avaliação nas amostras de mel, sendo que o método utilizado para esta avaliação foi através de extração e purificação com acetonitrila, pelo método QuEChERS. Para identificação, confirmação e quantificação utilizou a cromatografia líquida de alta pressão com detectores massa-massa em série (LC-MS/MS) utilizando o equipamento UPLC-MS/MS, modelo Acquicty Xevo/TQ-S da Waters. As análises realizadas em triplicata. Esta técnica foi escolhida pelo fato de ser altamente eficiente, além de ser utilizada e sugerida pelos órgãos oficiais da União Européia e Estados Unidos. Toda a conduta analítica seguiu os parâmetros do UE (SANCO).

Análise polínica do mel: as amostras de mel foram preparadas conforme metodologia descrita por Jones e Bryant (2004), sendo que de cada amostra foi pesada uma massa de 10g diluída em 10 mL de água destilada e adicionada a 50 mL de álcool etílico a 95% (ETOH), sendo esta solução homogeneizada e centrifugada a 3000 rpm. Após este procedimento as amostras foram submetidas ao processo de acetólise proposto por Erdtman (1960). O sedimento polínico resultante do processamento foi utilizado para a confecção de lâminas com gelatina glicerinada usadas na identificação e contagem dos grãos de pólen que compõem o espectro polínico da amostra.

Para identificação dos tipos polínicos presentes nas amostras utilizou-se literatura especializada como Barth (1989), Roubik e Moreno (1991); Punt et al. (2007) e consulta ao material depositado na Palinoteca de Referência. Imagens de cada tipo polínico por amostra foram capturadas utilizando um microscópio óptico Olympus (CX41) com uma câmera digital Olympus (Evolt E-330) acoplada.

A determinação da classe de frequência de tipos polínicos foi realizada a partir da contagem consecutiva de até 1.000 grãos de pólen/amostra, sendo classificados segundo Louveaux et al. (1978) como: pólen dominante (PD- >45% do total de grãos), pólen acessório (PA- 16 a 45%), pólen isolado importante (PII- 3 a 15%) e pólen isolado ocasional (PIO- <3%). Adicionalmente calculou-se a frequência relativa para cada tipo polínico na amostra: FRA= (ni/N) x 100, onde: FRA = frequência relativa do tipo polínico na amostra ni = número de grãos de pólen do tipo polínico na amostra; N = número total de grãos de pólen na amostra. Adicionalmente foi utilizada Análise dos Componentes principais (ACP) e biplot para identificar a associação e predominância dos tipos polínios em cada amostra de mel, para tanto foi utilizado do programa PAST 3.x versão 3.20, abril de 2018 (HAMMER et al., 2001).

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Um total de 207 compostos de resíduos de agrotóxicos foi determinado, sendo que em todas as amostras avaliadas estes não foram detectados, o limite de detecção de cada composto é apresentado na Tabela 1. Os compostos determinados apresentam-se distribuídos de acordo com sua classificação sendo: 04 nematicidas, 11 acaricidas, 52 herbicidas, 64 inseticidas e 76 fungicidas.

A não detecção de traços de agrotóxicos no mel avaliado é um resultado satisfatório, considerando que se trata de um alimento natural. Adicionalmente, esta informação pode agregar valor a este produto apícola produzido no município de Jaguaquara, Bahia. Vale salientar que a não detecção dos resíduos avaliados pode ser um reflexo da sazonalidade na utilização de produtos fitossanitário em áreas cultivadas para o controle de pragas (IRUNGU et al., 2016).

Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Detecção (LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia.

Classificação	Composto	LD (mg.kg-1)	Classificação	Composto	LD (mg.kg-1)
Acaricida	Abamectin	0,005	Fungicida	Flusilazole	0,01
Acaricida	Benzoximate	0,01	Fungicida	Flutolanil	0,01
Acaricida	Etrimfos	0,01	Fungicida	Flutriafol	0,01
Acaricida	Fenazaquin	0,01	Fungicida	Hexaconazole	0,01
Acaricida	Fenpyroximate	0,01	Fungicida	Imazalil	0,01
Acaricida	Fenthion	0,01	Fungicida	Imibenconazole	0,01
Acaricida	Formetanate hidrochloride	0,01	Fungicida	Isoprothiolane	0,01
Acaricida	Hexythiazox	0,01	Fungicida	Kresoxim-methyl	0,01
Acaricida	Phosalone	0,01	Fungicida	Malaoxon	0,01
Acaricida	Propargit	0,01	Fungicida	Malathion	0,01
Acaricida	Tebufenpyrad	0,01	Fungicida	Mandipropamid	0,01
Fungicida	Acibenzolar-S-methyl	0,01	Fungicida	Mecarbam	0,01
Fungicida	Azaconazole	0,01	Fungicida	Mepanipyrim	0,01
Fungicida	Azoxystrobin	0,01	Fungicida	Mephosfolan	0,01
Fungicida	Benalaxyl	0,01	Fungicida	Mepronil	0,01
Fungicida	Boscalid	0,01	Fungicida	Metalaxyl-M	0,01
Fungicida	Bromuconazole	0,01	Fungicida	Metconazole	0,01
Fungicida	Bupirimate	0,01	Fungicida	Nuarimol	0,01
Fungicida	Carbendazim	0,01	Fungicida	Ofurace	0,01
Fungicida	Carboxin	0,01	Fungicida	Oxadixyl	0,01
Fungicida	Carpropamid	0,01	Fungicida	Paclobutrazol	0,01
Fungicida	Cyazofamide	0,01	Fungicida	Penconazole	0,01
Fungicida	Cymoxanil	0,01	Fungicida	Pencycuron	0,01
Fungicida	Cyproconazole	0,01	Fungicida	Prochloraz	0,01
Fungicida	Cyprodinil	0,01	Fungicida	Propamocarb	0,01
Fungicida	Dichlofluanid	0,05	Fungicida	Propiconazole (1; 2)	0,01
Fungicida	Difenoconazole (1,2)	0,01	Fungicida	Pyraclostrobin	0,01
Fungicida	Dimethomorph	0,01	Fungicida	Pyrifenox	0,01
Fungicida	Dimoxystrobin	0,01	Fungicida	Pyrimethanil	0,01
Fungicida	Diniconazole	0,01	Fungicida	Spiroxamine	0,01
Fungicida	Dodemorph	0,01	Fungicida	Tebuconazole	0,01
Fungicida	Epoxiconazole	0,01	Fungicida	Tetraconazole	0,01
Fungicida	Ethirimol	0,01	Fungicida	Thiabendazole	0,01
Fungicida	Famoxadone	0,01	Fungicida	Thiophanate methyl	0,01
Fungicida	Fenamidone	0,01	Fungicida	Thiophanox	0,01
Fungicida	Fenarimol	0,01	Fungicida	Thiophanox sulfone	0,01
Fungicida	Fenbuconazole	0,01	Fungicida	Thiophanox sulfoxide	0,01
Fungicida	Fenfuram	0,01	Fungicida	Tolclofos-methyl	0,01
Fungicida	Fenhexamid	0,01	Fungicida	Triadimefon	0,01
Fungicida	Fenpiclonil	0,01	Fungicida	Triadimenol	0,01
Fungicida	Fenpropidin	0,01	Fungicida	Tricyclazole	0,01
Fungicida	Fluquinconazole	0,01	Fungicida	Trifloxystrobin	0,01

Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Quantificação (LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia. Continuação.

Classificação	Composto	LD (mg.kg-1)	Classificação	Composto	LD (mg.kg-1)
Fungicida	Triflumizole	0,01	Herbicida	Prometryn	0,01
Fungicida	Triticonazole	0,01	Herbicida	Propachlor	0,01
Fungicida	Zoxamide	0,01	Herbicida	Propanil	0,01
Herbicida	Ametryn	0,01	Herbicida	Propazine	0,01
Herbicida	Amidosulfuron	0,01	Herbicida	Pyridate	0,01
Herbicida	Atrazine	0,01	Herbicida	Quimerac	0,01
Herbicida	Bensulfuron methyl	0,01	Herbicida	Quizalofop-ethyl	0,01
Herbicida	Bromacil	0,01	Herbicida	Simazine	0,01
Herbicida	Chlopyralid	0,01	Herbicida	Terbutilazin	0,01
Herbicida	Chlorbromuron	0,01	Herbicida	Thifensulfuron-methyl	0,01
Herbicida	Chloridazon	0,01	Herbicida	Thiobencarb	0,01
Herbicida	Chlortoluron	0,01	Herbicida	Triasulfuron	0,01
Herbicida	Clodinafop-propargyl	0,01	Herbicida	Triflusulfuron-methyl	0,01
Herbicida	Cyanazine	0,01	Inseticida	Acephate	0,01
Herbicida	Cyanofenphos	0,01	Inseticida	Acetamiprid	0,01
Herbicida	Cycloate	0,01	Inseticida	Aminocarb	0,01
Herbicida	Desmedipham	0,01	Inseticida	Analazine	0,05
Herbicida	Desmetryn	0,01	Inseticida	Azinphos-ethyl	0,01
Herbicida	Diuron	0,01	Inseticida	Azinphos-methyl	0,01
Herbicida	Fenoprop	0,01	Inseticida	Buprofezin	0,01
Herbicida	Fenuron	0,01	Inseticida	Carbaryl	0,01
Herbicida	Flanprop-isopropyl	0,01	Inseticida	Carbofuran	0,01
Herbicida	Flanprop-methyl	0,01	Inseticida	Chlorfenvinphos	0,01
Herbicida	Flazasulfuron	0,01	Inseticida	Chlorfluazuron	0,01
Herbicida	Fluazifop-P-butyl	0,01	Inseticida	Chlorpyrifos	0,01
Herbicida	Flufenacete	0,01	Inseticida	Chlorthiophos	0,01
Herbicida	Haloxyfop-R-methyl	0,01	Inseticida	Clothianidin	0,01
Herbicida	Imazapyr	0,01	Inseticida	Coumaphos	0,01
Herbicida	Isoproturon	0,01	Inseticida	Diazinon	0,01
Herbicida	Isoxaflutole	0,01	Inseticida	Dimethoate	0,01
Herbicida	Linuron	0,01	Inseticida	Dioxacarb	0,01
Herbicida	Mefenacet	0,01	Inseticida	EPN	0,01
Herbicida	Mesotrione	0,01	Inseticida	Ethiofencarb	0,01
Herbicida	Metabenziazuron	0,01	Inseticida	Ethiprole	0,01
Herbicida	Metamitron	0,01	Inseticida	Ethoprophos	0,01
Herbicida	Metobromuron	0,01	Inseticida	Etofenprox	0,01
Herbicida	Monuron	0,01	Inseticida	Fenamiphos	0,01
Herbicida	Napropamide	0,01	Inseticida	Fenobucarb	0,01
Herbicida	Neburon	0,01	Inseticida	Fenoxycarb	0,01
Herbicida	Paraoxon-ethyl	0,01	Inseticida	Fipronil	0,01
Herbicida	Pendimethalin	0,01	Inseticida	Furathiocarb	0,01
Herbicida	Prometon	0,01	Inseticida	Halofenozide	0,01

Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Quantificação (LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia. Continuação.

Classificação	Composto	LD (mg.kg-1)	Classificação	Composto	LD (mg.kg-1)
Inseticida	Imidacloprid	0,01	Inseticida	Propoxur	0,01
Inseticida	Indoxacarb	0,01	Inseticida	Pyridaben	0,01
Inseticida	Iprovalicarb	0,01	Inseticida	Pyriproxyfen	0,01
Inseticida	Isofenphos	0,01	Inseticida	Rotenone	0,01
Inseticida	Isoprocarb	0,01	Inseticida	Spinosad (A; D)	0,01
Inseticida	Isoxathion	0,01	Inseticida	Sulfotep	0,01
Inseticida	Ivermectin	0,01	Inseticida	Tebufenozide	0,01
Inseticida	Methamidophos	0,01	Inseticida	Terbufos	0,01
Inseticida	Methidathion	0,01	Inseticida	Terbumeton	0,01
Inseticida	Methiocarb	0,01	Inseticida	Thiacloprid	0,01
Inseticida	Methiocarb sulfone	0,01	Inseticida	Thiametoxam	0,01
Inseticida	Methiocarb sulfoxide	0,01	Inseticida	Thiodicarb	0,01
Inseticida	Methomyl	0,01	Inseticida	Triazophos	0,01
Inseticida	Nitenpyram	0,01	Inseticida	Trichlorfon	0,01
Inseticida	Omethoate	0,01	Inseticida	Vamidothion	0,01
Inseticida	Phenthoate	0,01	Nematicida	Fosthiazate	0,01
Inseticida	Phosmet	0,01	Nematicida	Isazofos	0,01
Inseticida	Profenofos	0,01	Nematicida	Oxamyl	0,01
Inseticida	Promecarb	0,01	Nematicida	Oxamyl-oxime	0,01
Inseticida	Propetamphos	0,01

O mel analisado foi colhido entre novembro e dezembro de 2017, período mais seco com número mais reduzido de culturas anuais, que na região de estudo concentram-se entre os meses de março a julho. No entanto, este município localizado no sudoeste baiano integra a região conhecida na Bahia como polo produtor de hortaliças, sendo que muitos agricultores familiares de Jaguaquara cultivam hortaliças (batata-inglesa, couve-flor, cenoura, chuchu e tomate) ao longo do ano (SEBRAE, 2017). Assim, os resultados são satisfatórios no que diz respeito à segurança do mel avaliado quanto a contaminação com resíduos de agrotóxicos coletados nesta época, contudo, maiores estudos científicos devem ser realizados em épocas diferentes visando análises quanto a presença dos agrotóxicos mais utilizados e comercializados atualmente que são: (Glifosato, Dicloreto de paraquete (bipiridílio), 2,4 d (ácido arlloxialcanoico, Óleo mineral (hidrocarbonetos alinfaticos), Acefato, (organofosforado), Metomil (metilcarbomato de oxima), Clorpirifós (organofosforado), Atrazina), visando com isso a segurança alimentar para consumo deste produto.

Os resultados obtidos para determinação e quantificação de resíduos de agrotóxicos no mel de Apis mellifera produzido em Jaguaquara, Bahia são promissores, pois remete a possibilidade produção de mel de excelente qualidade nesta região, contudo para que este alimento seja certificado como orgânico o mesmo deve apresentar características diferenciadas, sendo uma das mais relevantes ser um produto livre de agrotóxico. Considerando que a preocupação com resíduos de material tóxico torna os consumidores mais exigentes, sendo a certificação de mel orgânico um elemento diferencial que agrega valor a este alimento (RIAL-OTERO et al., 2007; GOMES et al., 2011), o monitoramento do mel produzido nessa região é de fundamental importância.

Diferentes resultados foram encontrados por Darko et al. (2017) em análise de mel onde foram identificados e quantificados os resíduos dos agrotóxicos Aldrin, γ-HCH, β-HCH, chlorpyrifos, cyfluthrin, cypermethrin, deltamethrin, diazinon, dimethoate, ∑endosulfan, ∑DDT, fenvalerate, methoxychlor, malathion e permethrin todos com concentração média de 0,01 mg.kg^-1. Adicionalmente este autores relatam que a cyfluthrin e a permethrin foram detectadas em concentrações médias de 0,02 e 0,04 mg.kg^-1, respectivamente. Os autores concluíram que todos os resíduos de agrotóxicos detectados eram muito baixos e abaixo dos respectivos limites máximos de resíduos estabelecidos pela União Europeia. Assim, os resíduos de pesticidas nas amostras de mel analisadas não representavam risco para a saúde dos consumidores. No presente estudo os compostos inseticidas chlorpyrifos, diazinon e fungicidas malathion não foram detectados, sendo o limite de detecção (LD<0,01 mg.kg^-1).

Em estudo realizado por Irungu et al. (2016) para determinação de resíduos de agrotóxicos em 28 amostras de mel foi verificada a presença de 17 compostos em uma gama de 96 agrotóxicos investigados. Entretanto apenas o malathion (0,092 mg.kg^-1), um organofosforado que tem múltiplos usos, foi detectado em um nível maior do que os níveis Limites Máximos de Resíduos (LMR) estabelecidos pela Codex Alimentarius (0,05 mg.kg^-1). Salientando que o malathion é conhecido por não ser persistente no ambiente. Estes autores registraram para a maioria dos compostos concentrações cerca de 10 vezes menores do que os níveis de LMR estabelecidos.

A presença de resíduos de agrotóxicos foi confirmada nas amostras de mel, pólen e no corpo da abelha em estudo realizado por Kasiotis et al. (2014), sendo apontando por esses autores que 73% das amostras de abelhas foram positivas a presença de Produtos para Proteção de Plantas (PPP), 43% das amostras de pólen e apenas 0,1% das amostras de mel foram positivas a presença dessas substâncias, pois as abelhas tem contato com as plantas, mas nem todo agrotóxico tem contato com o mel. As amostras avaliadas em nosso estudo também revelaram que não foi detectado traços de nenhum dos compostos determinados (Tabela 1).

O método analítico utilizado para análise do mel no presente estudo também foi adotado por Oliveira et al. (2016) que verificaram a presença de agrotóxicos em 33% das amostras de pólen apícola e confirmaram a eficiência do método analítico validado, apontando necessidade de monitoramento da presença de resíduos nas áreas de entorno dos apiários. Outros autores como Kasiotis et al. (2014), Irungu et al. (2016) e Darko et al., (2017) também afirmam a eficiência deste método analítico para avaliação de resíduos de agrotóxicos em mel.

Embora as amostras de méis não tenham apresentado concentrações detectáveis para os resíduos de agrotóxicos analisados, é importante salientar que observamos o cultivo de cacau (Theobroma cacao L.), o que serve de alerta para o monitoramento da qualidade do mel produzido neste ambiente, pois o cacau é uma cultura onde um número elevado de pulverizações é relatado desde a década de 1970, devido aos problemas provocados pelo fungo causador da vassoura-de-bruxa (Crinipellis perniciosa (Stahel) Singer.), sendo o controle do mesmo, na maioria dos casos realizado com produtos fitossanitários, que consequentemente deixam resíduos no ambiente (ZAMBONELLI et al., 1996; MEINHARDT et al., 2008).

Outro fator a ser considerado é o comportamento de forrageamento das abelhas (MALERBO-SOUZA; SILVA, 2011), sendo possível que estes insetos visitem as flores em períodos em que não tenha ocorrido pulverizações, pois estas podem acontecer em períodos diferentes a depender da cultura, tendo assim um diagnóstico negativo quanto à presença de agrotóxicos, não correspondendo a realidade quanto à presença destes produtos. Adicionalmente, deve-se considerar também o efeito residual dos produtos químicos utilizados no controle de pragas, sendo que alguns compostos tem baixa persistência no ambiente (CORRÊA; SALGADO, 2011).

A produção de méis de qualidade não é uma exigência somente do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, mas sim de toda uma sociedade que clama por alimentos mais seguros, saudáveis e livres de agrotóxicos, proporcionando uma melhoria na saúde e na qualidade de vida dos consumidores, além de proporcionar um diferencial para assegurar grande competitividade ao setor apícola do Brasil em relação a outros países em um mercado que se consolida cada vez mais pela qualidade destes produtos. Adicionalmente, informações referentes a origem botânica desse produto além de agregar valor ao mesmo, auxilia na compreensão da composição do mel.

O espectro polínico das amostras de méis analisadas está apresentado na Tabela 2. Foram identificados 20 tipos polínicos distribuídos em 12 famílias, sendo que apenas 1 tipo polínico não teve sua afinidade botânica determinada. A diversidade de tipos polínicos indica a característica multifloral dos méis analisados.

Tabela 2. Espectro polínico de amostras de méis de Apis mellifera L. provenientes de Jaguaquara, Bahia.

Família	Tipo Polínico	Amostras*			Frequência Relativa (%)
		I	II	III
Anacardiaceae	Schinus terebinthifolius	2,09 (PIO)		67,00 (PD)	67
Asteraceae	Bidens	31,41 (PA)	0,30 (PIO	0,50 (PIO)	100
	Elephantopus			0,20 (PIO)	33
	Vernonia	0,17 (PIO)		0,30 (PIO)	67
Convolvulaceae	Jacquemontia	0,17 (PIO)			33
Euphorbiaceae	Euphorbia		1,80 (PIO	0,90 (PIO)	67
Fabaceae	Caesalpinia			0,20 (PIO)	33
	Mimosa caesalpiniifolia		0,80 (PIO)	0,70 (PIO)	67
	Mimosa pudica	55,84 (PD)	0,30 (PIO)	0,80 (PIO)	100
	Mimosa tenuiflora			0,20 (PIO)	33
Lamiaceae	Salvia			0,20 (PIO)	33
Lythraceae	Cuphea	0,17 (PIO)			33
Malvaceae	Sida			0,30 (PIO)	33
Myrtaceae	Eucalyptus		63,40 (PD)	22,70 (PA)	67
	Psidium	10,12 (PII)	29,80 (PA)	1,30 (PIO)	100
Poaceae	Tipo Poaceae		0,10 (PIO)	0,10 (PIO)	67
Rubiaceae	Borreria verticillata		0,80 (PIO)		33
	Waltheria		0,40 (PIO)		33
Verbenaceae	Lantana camara		2,30 (PIO)	4,50 (PII)	67
Tipo ND	Tipo ND			0,10 (PIO)	33

* Classe de frequência de acordo segundo Louveaux et al. (1978): pólen dominante (PD- >45% do total de grãos), pólen acessório (PA- 16 a 45%), pólen isolado importante (PII- 3 a 15%) e pólen isolado ocasional (PIO- <3%). ND= Não determinado.

As famílias Fabaceae, Asteraceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentaram a maior diversidade de tipos polínicos nos méis analisados (Figura 2). No espectro polínico de méis de origens geográficas distintas geralmente a família Fabaceae se destaca em número de tipos polínicos (COSTA et al., 2015; NASCIMENTO et al., 2015; SOUZA et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017). Espécies desta família são consideradas muito importantes para criação de abelhas a exemplo, representantes do gênero Mimosa Benth. nas quais as abelhas podem coletar os recursos tróficos (pólen e néctar) importantes para nutrição dos indivíduos da colônia (MAIA-SILVA et al., 2012). Nesse sentido, a conservação de espécies desta família botânica no pasto apícola é de fundamental importância.

Figura 2. Distribuição percentual do número de tipos polínicos identificados no mel de Apis mellifera L. proveniente de Jaguaquara, Bahia por família botânica.

Asteraceae também é uma família com importância relevante para criação de abelhas, com espécies consideradas nectaríferas, destacando-se o gênero Vernonia, popularmente chamadas de assa-peixe. Na região do Recôncavo Sul da Bahia Vidal et al. (2008) relataram que o período com maior secreção de néctar ocorre entre julho e setembro, período com pico de floração do assa-peixe branco (Vernonia membranacea Gardner.), assa-peixe roxo (Vernonia fruticulosa Mart. ), balainho de velho (Eupatorium ballotaefolium  Kunth.) e bamburral (Centratherum violaceum (Schrank) Gleason) todos representantes desta família botânica. No espectro polínico do mel avaliado neste estudo o tipo Vernonia ocorreu como pólen isolado ocasional (Tabela 2).

Myrtaceae é uma das famílias mais importantes no território nacional, com mais de uma centena de espécies distribuídas principalmente nos gêneros Eugenia, Myrcia e Calyptranthes. Para os polinizadores o pólen é o principal recurso oferecido, sendo o recurso primário pelo qual as abelhas visitam suas flores (GRESSLER et al., 2006). A presença de representantes desta família no espectro polínico do mel tem relevância para caracterização geográfica deste produto.

Diversos estudos apontam Rubiaceae como importante representante grupo de espécies vegetais potenciais para produção apícola. Os gêneros Borreria e Richardia são comumente relatados entre os tipos polínicos identificados em mel (VIDAL et al., 2008; NASCIMENTO et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017). As amostras avaliadas apresentaram dois tipos polínicos de representantes desta família, sendo que ocorreram como pólen isolado ocasional, conforme apresentado na Tabela 2.

Os tipos polínicos Bidens, Mimosa pudica e Psidium foram identificados em 100% das amostras. Os tipos Eucalyptus, Mimosa pudica e Schinus terebinthifolius ocorreram como pólen dominante (PD) (Figura 3). No espectro polínico do mel de A. mellifera estes tipos polínicos são geralmente encontrados (OLIVEIRA et al., 2010; ARAUJO et al., 2013; NASCIMENTO et al., 2015; SIMEÃO et al., 2015). Observa-se a partir desses representantes mais frequentes entre as amostras e dos demais tipos polínicos o hábito generalista dessas abelhas como relatado por Costa et al. (2015).

Considerando que a afinidade botânica dos tipos polínicos Bidens e Mimosa pudica são representantes de espécies com hábito de crescimento herbáceo, ervas espontânea, que em áreas de cultivos muitas vezes são eliminadas para evitar competição. Esse fato aponta para a necessidade de conhecimento da flora utilizada pela abelha, para que estas sejam conservadas, assim como para a importância do monitoramento do mel, uma vez que em áreas cultivadas podem ser realizadas aplicações de herbicidas para eliminação dessas plantas espontâneas e organismos pragas da cultura de interesse, como consequência pode ocorrer a contaminação dos produtos da colmeia com resíduos de agrotóxicos.

Figura 3. Fotomicrografia dos tipos polínicos (PD e PA) identificados no mel de Apis mellifera L. proveniente de Jaguaquara, Bahia. A-B: Eucalyptus, C: Psidium, D-E: Schinus terebinthifolius e F: Mimosa pudica. Escala de 10µm.

Pela Análise dos Componentes Principais (ACP) foi possível verificar que os dois primeiros componentes foram suficientes para explicar o total de 99,09% da variação total dos dados (Figura 4). O primeiro ACP explica 54,04% e essa variação, como identificada pela análise de biplot, é influenciada pelos tipos polínicos Elephantopus, Lantana camara, M. tenuiflora, Schinus terebinthifolius, Salvia e Sida, sendo estes tipos preferidos na atividade de forrageamento da A. mellifera para composição do mel da amostra III. O segundo ACP explica 45,04% da variação influenciada pelos tipos Bidens, Cuphea, Jacquemontia e M. pudica, sendo estes tipos os preferidos para coleta de recursos na amostra I. Para amostra II os tipos Borreria verticilata, Eucalyptus e Waltheria possivelmente foram os recursos que mais influenciaram na composição deste mel.

Embora as amostras de méis analisadas possam ser classificadas como mel multifloral (Tabela 2), estes apresentam composição distinta em relação a influencia de cada tipo polínico, conforme Figura 4, o que pode conferir características sensoriais e físico-químicas possivelmente diferenciadas.

Figura 4. Gráfico de dispersão da Análise de Componentes Principais (ACP) e biplot, relacionando os tipos polínicos preferidos por Apis mellifera L. em cada amostra de mel.

CONCLUSÃO

Os méis analisados apresentam requisitos de qualidade quanto a presença de resíduos de agrotóxicos, em todas as amostras avaliadas, não foi detectada a presença de nenhum composto analisados. No entanto, estudos científicos mais detalhados devem ser realizados em diferentes épocas, visando à segurança alimentar e consumo deste produto. O espectro polínico do mel proveniente de Jaguaquara, Bahia foi diversificado com contribuição expressiva de tipos polínicos de Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentando características de mel multifloral.

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