DETERMINAÇÃO DE RESÍDUOS DE AGROTÓXICOS
EM MEL E ANÁLISE PALINOLÓGICA1
EMANOEL DIVINO DA SILVA JUNIOR2,
GABRIELA ANDRADE DE OLIVEIRA NEVES2*,
ANDREIA SANTOS DO NASCIMENTO3
* Autor
para correspondência
1 Recebido
para publicação em xx/xx/2019; aceito em xx/xx/2019.
Extraído da dissertação
de mestrado do primeiro autor.
2Mestrado
Profissional em Desenvolvimento Regional e Meio Ambiente, Faculdade
Maria Milza, Governador Mangabeira, Bahia, Brasil;
gabyufba@gmail.com; junioredsjr@gmail.com.
3
Centro
de Ciências Agrárias, Ambientais e Biológicas,
Universidade Federal do Recôncavo da Bahia, Cruz das Almas,
Bahia, Brasil; asndea@gmail.com – ORCID:
0000-0001-5236-0460.
RESUMO
O mel é um alimento de composição complexa,
sendo este o produto apícola mais consumido no mundo. Análises
que auxiliem no controle de qualidade deste produto como a
determinação de contaminantes é importante para
garantir um bom produto ao consumidor final. Deste modo, o objetivo
deste estudo foi analisar a presença de resíduos de
agrotóxicos e o espectro polínico do mel de Apis
mellifera L. produzido no município de Jaguaquara,
Bahia. Para determinação dos resíduos de
agrotóxicos foi utilizada como técnica analítica
a cromatografia líquida de alta pressão com detectores
massa-massa (LC-MS/MS). A análise polínica foi
realizada seguindo os padrões internacionais de preparo das
amostras, para posterior identificação e classificação
dos tipos polínicos. Um total de 207 compostos foi avaliado,
sendo que em todas as amostras não foi detectado traços
destes agrotóxicos. Os compostos avaliados apresentam-se
distribuídos de acordo com sua classificação de
ação sendo nematicidas (4), acaricidas (11), herbicidas
(52), inseticidas (64) e fungicidas (76). Foram identificados 20
tipos polínicos distribuídos em 12 famílias. Os
tipos polínicos Bidens, Mimosa pudica e Psidium
foram identificados em 100% das amostras. O mel analisado apresenta
requisitos de qualidade quanto a presença de resíduos
de agrotóxicos, em todas as amostras avaliadas os compostos
avaliados não foram detectados. O espectro polínico do
mel proveniente de Jaguaquara, Bahia foi diversificado com
contribuição expressiva de tipos polínicos de
Asteraceae, Fabaceae, Myrtaceae e Rubiaceae apresentando
características de mel multifloral.
Palavras-chave: LC-MS/MS. Apis mellifera. Contaminação.
Cromatografia
DETERMINATION OF PESTICIDE RESIDUES IN HONEY AND POLYNOLOGICAL
ANALYSIS
ABSTRACT
Honey is a food of complex composition, being this
the bee product more consumed in the world. Analyzes that aid in the
quality control of this product as the determination of contaminants
are important to ensure a good product to the final consumer. Thus,
the objective of this study was to analyze the presence of pesticides
residues and the pollen spectrum of Apis
mellifera L. honey produced in the city
of Jaguaquara, Bahia. For determination of pesticide residues were
used as analytical technique the High-performance liquid
chromatography mass-mass (LC-MS/MS). The pollen analysis was carried
out following the international standards of preparation of the
samples, for later identification and classification of the pollen
types. A total of 207 compounds were determined, and in all the
samples evaluated no traces of pesticides were detected. The
determined compounds are distributed according to their
classification being nematicides (4), acaricides (11), herbicides
(52), insecticides (64) and fungicides (76). Twenty pollen types were
identified in 12 families. The pollen types Bidens,
Mimosa pudica
and Psidium
were identified in 100% of the samples. The analyzed honey presents
quality requirements regarding the presence of pesticide residues, in
all evaluated samples the compounds evaluated were not detected. The
pollen spectrum of the honey from Jaguaquara, Bahia was diversified
with a significant contribution of pollen types of Asteraceae,
Fabaceae, Myrtaceae and Rubiaceae presenting characteristics of
multifloral honey.
Keywords:
LC-MS/MS. Apis mellifera.
Contamination. Chromatography
INTRODUÇÃO
O uso de agrotóxicos na agricultura brasileira é um
problema de saúde pública, dadas as contaminações
no ambiente, nos alimentos e consequentemente dos seres humanos. A
elevada utilização de produtos fitossanitários
no Brasil deve-se ao fato de ser um dos maiores produtores
agropecuários do mundo e o segundo no ranking de exportação
desses produtos (PIGNATI et al., 2017). No entanto, pulverizações
com agrotóxicos também afetam negativamente a atividade
apícola, pois provoca a mortalidade das colônias e
contaminação dos produtos da colmeia, a exemplo do mel,
um dos principais produtos das abelhas. Por se tratar de um produto
natural que remete a ideia que este gênero é livre de
impurezas, a avaliação da qualidade deste alimento
faz-se necessário (TSUTSUMI; OISHI, 2010; PIRES et al., 2016).
As abelhas na sua atividade de forrageamento podem entrar em contato
com contaminantes que podem ser transferidos para os produtos da
colmeia. Considerando que muitos apiários podem ser instalados
em locais mais sujeitos a contaminação, como exemplo
próximo de áreas urbanas, industriais e grandes pólos
agrícolas (PERUGINI et al., 2011, NASCIMENTO et al., 2018), é
relevantes estudos direcionados ao monitoramento de produtos apícolas
como mel, pólen, própolis e geleia real afim de
garantir um produto final de qualidade para o consumidor.
O monitoramento realizado com abelhas e seus produtos pode ser um
importante indicador biológico quanto à presença
de resíduos de agrotóxicos podendo auxiliar a avaliação
do potencial de risco destes materiais tóxicos à saúde
do consumidor, pois fornece informações sobre o uso
destes produtos químicos nos campos de colheita como também
em seu entorno (RISSATO et al., 2006). A cromatografia líquida
e a cromatografia gasosa são métodos usados para o
monitoramento de resíduos de agrotóxicos, sendo que
estas técnicas englobam separação, identificação
e quantificação de analitos (OSHITA; JARDIM, 2015).
Pesquisas com produtos da colmeia confirmam a eficiência destas
técnicas para avaliação dos mesmos (KASIOTIS et
al., 2014; IRUNGU et al., 2016; DARKO et al., 2017).
Adicionalmente, a identificação da flora visitada pela
abelha para coleta de recursos tróficos pode auxiliar no
entendimento das possíveis fontes de contaminação
dos produtos da colmeia. Uma vez que se a flora (matéria
prima) esta contaminada, logo os produtos da colmeia possivelmente
serão contaminados. Para tanto, a análise polínica
é uma ferramenta importante e muito utilizada para
identificação da origem botânica do mel (OLIVEIRA
et al., 2014; NASCIMENTO et al., 2015; MATOS; SANTOS, 2017).
Dessa forma, o objetivo deste estudo foi analisar a presença
de resíduos de agrotóxicos utilizando a técnica
da cromatografia, bem como identificar o espectro polínico do
mel de Apis mellifera L. produzido no município
de Jaguaquara, Bahia, sendo este município situado em uma
região considerado polo produtivo de hortaliças do
estado. Portanto, os apiários desta região estão
sujeitos a cargas de poluentes (resíduos de agrotóxicos)
oriundos da atividade agrícola.
MATERIAL E MÉTODOS
Localização e coleta das amostras: o mel de Apis
mellifera L. avaliado foi coletados no segundo
semestre de 2017, entre os meses de novembro e dezembro, no município
de Jaguaquara (Latitude: 13° 31' 43'' Sul, Longitude: 39° 58'
36''), localizado no Sudoeste Baiano (Figura 1).
As amostras de mel foram adquiridas em três apiários
distintos, sendo estes situados a uma distância de
aproximadamente 15 km um do outro. Em cada apiário foram
selecionadas quatro colmeias (padrão Langstroth), sendo
coletada de cada colmeia uma amostra de mel compostas por
aproximadamente 250 mL totalizando um litro deste produto. Desta
forma, em cada apiário obtivemos quatro amostras que foram
homogeneizadas constituindo uma amostra por apiário de 1L de
mel.
No apiário 1 o ambiente possui a presença de pastagens
e campo (formado com muitas ervas espontâneas), no apiário
2 observou-se cultivos de maracujá (Passiflora edulis
L.) e milho (Zea mays L.). O apiário 3 estava situado
próximo a plantações de cacau (Theobroma
cacao L.), eucaliptos (Eucalyptus spp.) e algumas árvores
de mata atlântica. A coleta das amostras foi realizada com os
cuidados sanitários devidos, como uso de touca, luvas de
nitrilo e utensílios estéreis, para evitar
contaminação. As amostras foram acondicionadas em
recipientes plásticos estéreis e posteriormente
encaminhadas ao laboratório de análise.
Figura 1. Mapa com posição geográfica do
local de amostragem, município de Jaguaquara (região
sudeste da Bahia). Fonte:
IBGE, ano 2010.
Determinação de resíduos de agrotóxicos
no mel: todas as amostras de méis coletadas foram encaminhadas
para identificação e determinação da
concentração de resíduos de agrotóxicos
no Instituto Tecnológico de Pernambuco (ITEP), localizado na
cidade do Recife-PE. Foram selecionados 207 compostos para avaliação
nas amostras de mel, sendo que o método utilizado para esta
avaliação foi através de extração
e purificação com acetonitrila, pelo método QuEChERS.
Para identificação, confirmação e
quantificação utilizou a cromatografia líquida
de alta pressão com detectores massa-massa em série
(LC-MS/MS) utilizando o equipamento UPLC-MS/MS, modelo Acquicty
Xevo/TQ-S da Waters. As análises realizadas em triplicata.
Esta técnica foi escolhida pelo fato de ser altamente
eficiente, além de ser utilizada e sugerida pelos órgãos
oficiais da União Européia e Estados Unidos. Toda a
conduta analítica seguiu os parâmetros do UE (SANCO).
Análise polínica do mel: as amostras de mel foram
preparadas conforme metodologia descrita por Jones e Bryant (2004),
sendo que de cada amostra foi pesada uma massa de 10g diluída
em 10 mL de água destilada e adicionada a 50 mL de álcool
etílico a 95% (ETOH), sendo esta solução
homogeneizada e centrifugada a 3000 rpm. Após este
procedimento as amostras foram submetidas ao processo de acetólise
proposto por Erdtman (1960). O sedimento polínico resultante
do processamento foi utilizado para a confecção de
lâminas com gelatina glicerinada usadas na identificação
e contagem dos grãos de pólen que compõem o
espectro polínico da amostra.
Para identificação dos tipos polínicos presentes
nas amostras utilizou-se literatura especializada como Barth (1989),
Roubik e Moreno (1991); Punt et al. (2007) e consulta ao material
depositado na Palinoteca de Referência. Imagens de cada tipo
polínico por amostra foram capturadas utilizando um
microscópio óptico Olympus (CX41) com uma câmera
digital Olympus (Evolt E-330) acoplada.
A determinação da classe de frequência de tipos
polínicos foi realizada a partir da contagem consecutiva de
até 1.000 grãos de pólen/amostra, sendo
classificados segundo Louveaux et al. (1978) como: pólen
dominante (PD- >45% do total de grãos), pólen
acessório (PA- 16 a 45%), pólen isolado importante
(PII- 3 a 15%) e pólen isolado ocasional (PIO- <3%).
Adicionalmente calculou-se a frequência relativa para cada tipo
polínico na amostra: FRA= (ni/N) x 100, onde: FRA = frequência
relativa do tipo polínico na amostra ni = número de
grãos de pólen do tipo polínico na amostra; N =
número total de grãos de pólen na amostra.
Adicionalmente foi utilizada Análise dos Componentes
principais (ACP) e biplot para identificar a associação
e predominância dos tipos polínios em cada amostra de
mel, para tanto foi utilizado do programa PAST 3.x versão
3.20, abril de 2018 (HAMMER et al., 2001).
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Um total de 207 compostos de resíduos de agrotóxicos
foi determinado, sendo que em todas as amostras avaliadas estes não
foram detectados, o limite de detecção de cada composto
é apresentado na Tabela 1. Os compostos determinados
apresentam-se distribuídos de acordo com sua classificação
sendo: 04 nematicidas, 11 acaricidas, 52 herbicidas, 64 inseticidas e
76 fungicidas.
A não detecção de traços de agrotóxicos
no mel avaliado é um resultado satisfatório,
considerando que se trata de um alimento natural. Adicionalmente,
esta informação pode agregar valor a este produto
apícola produzido no município de Jaguaquara, Bahia.
Vale salientar que a não detecção dos resíduos
avaliados pode ser um reflexo da sazonalidade na utilização
de produtos fitossanitário em áreas cultivadas para o
controle de pragas (IRUNGU et al., 2016).
Tabela
1.
Compostos analisados e seus Limites
de Detecção (LD) no mel de Apis
mellifera
L.
de
Jaguaquara, Bahia.
Classificação
|
Composto
|
LD
(mg.kg-1)
|
Classificação
|
Composto
|
LD
(mg.kg-1)
|
Acaricida
|
Abamectin
|
0,005
|
Fungicida
|
Flusilazole
|
0,01
|
Acaricida
|
Benzoximate
|
0,01
|
Fungicida
|
Flutolanil
|
0,01
|
Acaricida
|
Etrimfos
|
0,01
|
Fungicida
|
Flutriafol
|
0,01
|
Acaricida
|
Fenazaquin
|
0,01
|
Fungicida
|
Hexaconazole
|
0,01
|
Acaricida
|
Fenpyroximate
|
0,01
|
Fungicida
|
Imazalil
|
0,01
|
Acaricida
|
Fenthion
|
0,01
|
Fungicida
|
Imibenconazole
|
0,01
|
Acaricida
|
Formetanate
hidrochloride
|
0,01
|
Fungicida
|
Isoprothiolane
|
0,01
|
Acaricida
|
Hexythiazox
|
0,01
|
Fungicida
|
Kresoxim-methyl
|
0,01
|
Acaricida
|
Phosalone
|
0,01
|
Fungicida
|
Malaoxon
|
0,01
|
Acaricida
|
Propargit
|
0,01
|
Fungicida
|
Malathion
|
0,01
|
Acaricida
|
Tebufenpyrad
|
0,01
|
Fungicida
|
Mandipropamid
|
0,01
|
Fungicida
|
Acibenzolar-S-methyl
|
0,01
|
Fungicida
|
Mecarbam
|
0,01
|
Fungicida
|
Azaconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Mepanipyrim
|
0,01
|
Fungicida
|
Azoxystrobin
|
0,01
|
Fungicida
|
Mephosfolan
|
0,01
|
Fungicida
|
Benalaxyl
|
0,01
|
Fungicida
|
Mepronil
|
0,01
|
Fungicida
|
Boscalid
|
0,01
|
Fungicida
|
Metalaxyl-M
|
0,01
|
Fungicida
|
Bromuconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Metconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Bupirimate
|
0,01
|
Fungicida
|
Nuarimol
|
0,01
|
Fungicida
|
Carbendazim
|
0,01
|
Fungicida
|
Ofurace
|
0,01
|
Fungicida
|
Carboxin
|
0,01
|
Fungicida
|
Oxadixyl
|
0,01
|
Fungicida
|
Carpropamid
|
0,01
|
Fungicida
|
Paclobutrazol
|
0,01
|
Fungicida
|
Cyazofamide
|
0,01
|
Fungicida
|
Penconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Cymoxanil
|
0,01
|
Fungicida
|
Pencycuron
|
0,01
|
Fungicida
|
Cyproconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Prochloraz
|
0,01
|
Fungicida
|
Cyprodinil
|
0,01
|
Fungicida
|
Propamocarb
|
0,01
|
Fungicida
|
Dichlofluanid
|
0,05
|
Fungicida
|
Propiconazole
(1; 2)
|
0,01
|
Fungicida
|
Difenoconazole
(1,2)
|
0,01
|
Fungicida
|
Pyraclostrobin
|
0,01
|
Fungicida
|
Dimethomorph
|
0,01
|
Fungicida
|
Pyrifenox
|
0,01
|
Fungicida
|
Dimoxystrobin
|
0,01
|
Fungicida
|
Pyrimethanil
|
0,01
|
Fungicida
|
Diniconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Spiroxamine
|
0,01
|
Fungicida
|
Dodemorph
|
0,01
|
Fungicida
|
Tebuconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Epoxiconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Tetraconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Ethirimol
|
0,01
|
Fungicida
|
Thiabendazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Famoxadone
|
0,01
|
Fungicida
|
Thiophanate
methyl
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenamidone
|
0,01
|
Fungicida
|
Thiophanox
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenarimol
|
0,01
|
Fungicida
|
Thiophanox
sulfone
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenbuconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Thiophanox
sulfoxide
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenfuram
|
0,01
|
Fungicida
|
Tolclofos-methyl
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenhexamid
|
0,01
|
Fungicida
|
Triadimefon
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenpiclonil
|
0,01
|
Fungicida
|
Triadimenol
|
0,01
|
Fungicida
|
Fenpropidin
|
0,01
|
Fungicida
|
Tricyclazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Fluquinconazole
|
0,01
|
Fungicida
|
Trifloxystrobin
|
0,01
|
Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Quantificação
(LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia.
Continuação.
Classificação
|
Composto
|
LD
(mg.kg-1)
|
Classificação
|
Composto
|
LD
(mg.kg-1)
|
Fungicida
|
Triflumizole
|
0,01
|
Herbicida
|
Prometryn
|
0,01
|
Fungicida
|
Triticonazole
|
0,01
|
Herbicida
|
Propachlor
|
0,01
|
Fungicida
|
Zoxamide
|
0,01
|
Herbicida
|
Propanil
|
0,01
|
Herbicida
|
Ametryn
|
0,01
|
Herbicida
|
Propazine
|
0,01
|
Herbicida
|
Amidosulfuron
|
0,01
|
Herbicida
|
Pyridate
|
0,01
|
Herbicida
|
Atrazine
|
0,01
|
Herbicida
|
Quimerac
|
0,01
|
Herbicida
|
Bensulfuron
methyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Quizalofop-ethyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Bromacil
|
0,01
|
Herbicida
|
Simazine
|
0,01
|
Herbicida
|
Chlopyralid
|
0,01
|
Herbicida
|
Terbutilazin
|
0,01
|
Herbicida
|
Chlorbromuron
|
0,01
|
Herbicida
|
Thifensulfuron-methyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Chloridazon
|
0,01
|
Herbicida
|
Thiobencarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Chlortoluron
|
0,01
|
Herbicida
|
Triasulfuron
|
0,01
|
Herbicida
|
Clodinafop-propargyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Triflusulfuron-methyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Cyanazine
|
0,01
|
Inseticida
|
Acephate
|
0,01
|
Herbicida
|
Cyanofenphos
|
0,01
|
Inseticida
|
Acetamiprid
|
0,01
|
Herbicida
|
Cycloate
|
0,01
|
Inseticida
|
Aminocarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Desmedipham
|
0,01
|
Inseticida
|
Analazine
|
0,05
|
Herbicida
|
Desmetryn
|
0,01
|
Inseticida
|
Azinphos-ethyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Diuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Azinphos-methyl
|
0,01
|
Herbicida
|
Fenoprop
|
0,01
|
Inseticida
|
Buprofezin
|
0,01
|
Herbicida
|
Fenuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Carbaryl
|
0,01
|
Herbicida
|
Flanprop-isopropyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Carbofuran
|
0,01
|
Herbicida
|
Flanprop-methyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Chlorfenvinphos
|
0,01
|
Herbicida
|
Flazasulfuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Chlorfluazuron
|
0,01
|
Herbicida
|
Fluazifop-P-butyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Chlorpyrifos
|
0,01
|
Herbicida
|
Flufenacete
|
0,01
|
Inseticida
|
Chlorthiophos
|
0,01
|
Herbicida
|
Haloxyfop-R-methyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Clothianidin
|
0,01
|
Herbicida
|
Imazapyr
|
0,01
|
Inseticida
|
Coumaphos
|
0,01
|
Herbicida
|
Isoproturon
|
0,01
|
Inseticida
|
Diazinon
|
0,01
|
Herbicida
|
Isoxaflutole
|
0,01
|
Inseticida
|
Dimethoate
|
0,01
|
Herbicida
|
Linuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Dioxacarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Mefenacet
|
0,01
|
Inseticida
|
EPN
|
0,01
|
Herbicida
|
Mesotrione
|
0,01
|
Inseticida
|
Ethiofencarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Metabenziazuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Ethiprole
|
0,01
|
Herbicida
|
Metamitron
|
0,01
|
Inseticida
|
Ethoprophos
|
0,01
|
Herbicida
|
Metobromuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Etofenprox
|
0,01
|
Herbicida
|
Monuron
|
0,01
|
Inseticida
|
Fenamiphos
|
0,01
|
Herbicida
|
Napropamide
|
0,01
|
Inseticida
|
Fenobucarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Neburon
|
0,01
|
Inseticida
|
Fenoxycarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Paraoxon-ethyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Fipronil
|
0,01
|
Herbicida
|
Pendimethalin
|
0,01
|
Inseticida
|
Furathiocarb
|
0,01
|
Herbicida
|
Prometon
|
0,01
|
Inseticida
|
Halofenozide
|
0,01
|
Tabela 1. Compostos analisados e seus Limites de Quantificação
(LD) no mel de Apis mellifera L. de Jaguaquara, Bahia.
Continuação.
Classificação
|
Composto
|
LD
(mg.kg-1)
|
Classificação
|
Composto
|
LD
(mg.kg-1)
|
Inseticida
|
Imidacloprid
|
0,01
|
Inseticida
|
Propoxur
|
0,01
|
Inseticida
|
Indoxacarb
|
0,01
|
Inseticida
|
Pyridaben
|
0,01
|
Inseticida
|
Iprovalicarb
|
0,01
|
Inseticida
|
Pyriproxyfen
|
0,01
|
Inseticida
|
Isofenphos
|
0,01
|
Inseticida
|
Rotenone
|
0,01
|
Inseticida
|
Isoprocarb
|
0,01
|
Inseticida
|
Spinosad
(A; D)
|
0,01
|
Inseticida
|
Isoxathion
|
0,01
|
Inseticida
|
Sulfotep
|
0,01
|
Inseticida
|
Ivermectin
|
0,01
|
Inseticida
|
Tebufenozide
|
0,01
|
Inseticida
|
Methamidophos
|
0,01
|
Inseticida
|
Terbufos
|
0,01
|
Inseticida
|
Methidathion
|
0,01
|
Inseticida
|
Terbumeton
|
0,01
|
Inseticida
|
Methiocarb
|
0,01
|
Inseticida
|
Thiacloprid
|
0,01
|
Inseticida
|
Methiocarb
sulfone
|
0,01
|
Inseticida
|
Thiametoxam
|
0,01
|
Inseticida
|
Methiocarb
sulfoxide
|
0,01
|
Inseticida
|
Thiodicarb
|
0,01
|
Inseticida
|
Methomyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Triazophos
|
0,01
|
Inseticida
|
Nitenpyram
|
0,01
|
Inseticida
|
Trichlorfon
|
0,01
|
Inseticida
|
Omethoate
|
0,01
|
Inseticida
|
Vamidothion
|
0,01
|
Inseticida
|
Phenthoate
|
0,01
|
Nematicida
|
Fosthiazate
|
0,01
|
Inseticida
|
Phosmet
|
0,01
|
Nematicida
|
Isazofos
|
0,01
|
Inseticida
|
Profenofos
|
0,01
|
Nematicida
|
Oxamyl
|
0,01
|
Inseticida
|
Promecarb
|
0,01
|
Nematicida
|
Oxamyl-oxime
|
0,01
|
Inseticida
|
Propetamphos
|
0,01
|
|
|
|
O mel analisado foi colhido entre novembro e dezembro de 2017,
período mais seco com número mais reduzido de culturas
anuais, que na região de estudo concentram-se entre os meses
de março a julho. No entanto, este município localizado
no sudoeste baiano integra a região conhecida na Bahia como
polo produtor de hortaliças, sendo que muitos agricultores
familiares de Jaguaquara cultivam hortaliças (batata-inglesa,
couve-flor, cenoura, chuchu e tomate) ao longo do ano (SEBRAE, 2017).
Assim, os resultados são satisfatórios no que diz
respeito à segurança do mel avaliado quanto a
contaminação com resíduos de agrotóxicos
coletados nesta época, contudo, maiores estudos científicos
devem ser realizados em épocas diferentes visando análises
quanto a presença dos agrotóxicos mais utilizados e
comercializados atualmente que são: (Glifosato, Dicloreto de
paraquete (bipiridílio), 2,4 d (ácido arlloxialcanoico,
Óleo mineral (hidrocarbonetos alinfaticos), Acefato,
(organofosforado), Metomil (metilcarbomato de oxima), Clorpirifós
(organofosforado), Atrazina), visando com isso a segurança
alimentar para consumo deste produto.
Os resultados obtidos para determinação e quantificação
de resíduos de agrotóxicos no mel de Apis mellifera
produzido em Jaguaquara, Bahia são promissores, pois
remete a possibilidade produção de mel de excelente
qualidade nesta região, contudo para que este alimento seja
certificado como orgânico o mesmo deve apresentar
características diferenciadas, sendo uma das mais relevantes
ser um produto livre de agrotóxico. Considerando que a
preocupação com resíduos de material tóxico
torna os consumidores mais exigentes, sendo a certificação
de mel orgânico um elemento diferencial que agrega valor a este
alimento (RIAL-OTERO et al., 2007; GOMES et al., 2011), o
monitoramento do mel produzido nessa região é de
fundamental importância.
Diferentes resultados foram encontrados por Darko et al. (2017) em
análise de mel onde foram identificados e quantificados os
resíduos dos agrotóxicos Aldrin, γ-HCH, β-HCH,
chlorpyrifos, cyfluthrin, cypermethrin, deltamethrin, diazinon,
dimethoate, ∑endosulfan, ∑DDT, fenvalerate, methoxychlor,
malathion e permethrin todos com concentração média
de 0,01 mg.kg-1. Adicionalmente este autores relatam que a
cyfluthrin e a permethrin foram detectadas em concentrações
médias de 0,02 e 0,04 mg.kg-1, respectivamente. Os
autores concluíram que todos os resíduos de agrotóxicos
detectados eram muito baixos e abaixo dos respectivos limites máximos
de resíduos estabelecidos pela União Europeia. Assim,
os resíduos de pesticidas nas amostras de mel analisadas não
representavam risco para a saúde dos consumidores. No presente
estudo os compostos inseticidas chlorpyrifos, diazinon e fungicidas
malathion não foram detectados, sendo o limite de detecção
(LD<0,01 mg.kg-1).
Em estudo realizado por Irungu et al. (2016) para determinação
de resíduos de agrotóxicos em 28 amostras de mel foi
verificada a presença de 17 compostos em uma gama de 96
agrotóxicos investigados. Entretanto apenas o malathion (0,092
mg.kg-1), um organofosforado que tem múltiplos
usos, foi detectado em um nível maior do que os níveis
Limites Máximos de Resíduos (LMR) estabelecidos pela
Codex Alimentarius (0,05 mg.kg-1). Salientando que o
malathion é conhecido por não ser persistente no
ambiente. Estes autores registraram para a maioria dos compostos
concentrações cerca de 10 vezes menores do que os
níveis de LMR estabelecidos.
A presença de resíduos de agrotóxicos foi
confirmada nas amostras de mel, pólen e no corpo da abelha em
estudo realizado por Kasiotis et al. (2014), sendo apontando por
esses autores que 73% das amostras de abelhas foram positivas a
presença de Produtos para Proteção de Plantas
(PPP), 43% das amostras de pólen e apenas 0,1% das amostras de
mel foram positivas a presença dessas substâncias, pois
as abelhas tem contato com as plantas, mas nem todo agrotóxico
tem contato com o mel. As amostras avaliadas em nosso estudo também
revelaram que não foi detectado traços de nenhum dos
compostos determinados (Tabela 1).
O método analítico utilizado para análise do mel
no presente estudo também foi adotado por Oliveira et al.
(2016) que verificaram a presença de agrotóxicos em 33%
das amostras de pólen apícola e confirmaram a
eficiência do método analítico validado,
apontando necessidade de monitoramento da presença de resíduos
nas áreas de entorno dos apiários. Outros autores como
Kasiotis et al. (2014), Irungu et al. (2016) e Darko et al., (2017)
também afirmam a eficiência deste método
analítico para avaliação de resíduos de
agrotóxicos em mel.
Embora as amostras de méis não tenham apresentado
concentrações detectáveis para os resíduos
de agrotóxicos analisados, é importante salientar que
observamos o cultivo de cacau (Theobroma cacao L.), o que
serve de alerta para o monitoramento da qualidade do mel produzido
neste ambiente, pois o cacau é uma cultura onde um número
elevado de pulverizações é relatado desde a
década de 1970, devido aos problemas provocados pelo fungo
causador da vassoura-de-bruxa (Crinipellis perniciosa (Stahel)
Singer.), sendo o controle do mesmo, na maioria dos casos realizado
com produtos fitossanitários, que consequentemente deixam
resíduos no ambiente (ZAMBONELLI et al., 1996; MEINHARDT et
al., 2008).
Outro fator a ser considerado é o comportamento de
forrageamento das abelhas (MALERBO-SOUZA; SILVA, 2011), sendo
possível que estes insetos visitem as flores em períodos
em que não tenha ocorrido pulverizações, pois
estas podem acontecer em períodos diferentes a depender da
cultura, tendo assim um diagnóstico negativo quanto à
presença de agrotóxicos, não correspondendo a
realidade quanto à presença destes produtos.
Adicionalmente, deve-se considerar também o efeito residual
dos produtos químicos utilizados no controle de pragas, sendo
que alguns compostos tem baixa persistência no ambiente
(CORRÊA; SALGADO, 2011).
A produção de méis de qualidade não é
uma exigência somente do Ministério da Agricultura,
Pecuária e Abastecimento, mas sim de toda uma sociedade que
clama por alimentos mais seguros, saudáveis e livres de
agrotóxicos, proporcionando uma melhoria na saúde e na
qualidade de vida dos consumidores, além de proporcionar um
diferencial para assegurar grande competitividade ao setor apícola
do Brasil em relação a outros países em um
mercado que se consolida cada vez mais pela qualidade destes
produtos. Adicionalmente, informações referentes a
origem botânica desse produto além de agregar valor ao
mesmo, auxilia na compreensão da composição do
mel.
O espectro polínico das amostras de méis analisadas
está apresentado na Tabela 2. Foram identificados 20 tipos
polínicos distribuídos em 12 famílias, sendo que
apenas 1 tipo polínico não teve sua afinidade botânica
determinada. A diversidade de tipos polínicos indica a
característica multifloral dos méis analisados.
Tabela 2. Espectro polínico de amostras de méis
de Apis mellifera L. provenientes de Jaguaquara, Bahia.
Família
|
Tipo
Polínico
|
Amostras*
|
Frequência
Relativa (%)
|
I
|
II
|
III
|
Anacardiaceae
|
Schinus
terebinthifolius
|
2,09
(PIO)
|
|
67,00
(PD)
|
67
|
Asteraceae
|
Bidens
|
31,41
(PA)
|
0,30
(PIO
|
0,50
(PIO)
|
100
|
|
Elephantopus
|
|
|
0,20
(PIO)
|
33
|
|
Vernonia
|
0,17
(PIO)
|
|
0,30
(PIO)
|
67
|
Convolvulaceae
|
Jacquemontia
|
0,17
(PIO)
|
|
|
33
|
Euphorbiaceae
|
Euphorbia
|
|
1,80
(PIO
|
0,90
(PIO)
|
67
|
Fabaceae
|
Caesalpinia
|
|
|
0,20
(PIO)
|
33
|
|
Mimosa
caesalpiniifolia
|
|
0,80
(PIO)
|
0,70
(PIO)
|
67
|
|
Mimosa
pudica
|
55,84
(PD)
|
0,30
(PIO)
|
0,80
(PIO)
|
100
|
|
Mimosa
tenuiflora
|
|
|
0,20
(PIO)
|
33
|
Lamiaceae
|
Salvia
|
|
|
0,20
(PIO)
|
33
|
Lythraceae
|
Cuphea
|
0,17
(PIO)
|
|
|
33
|
Malvaceae
|
Sida
|
|
|
0,30
(PIO)
|
33
|
Myrtaceae
|
Eucalyptus
|
|
63,40
(PD)
|
22,70
(PA)
|
67
|
|
Psidium
|
10,12
(PII)
|
29,80
(PA)
|
1,30
(PIO)
|
100
|
Poaceae
|
Tipo
Poaceae
|
|
0,10
(PIO)
|
0,10
(PIO)
|
67
|
Rubiaceae
|
Borreria
verticillata
|
|
0,80
(PIO)
|
|
33
|
|
Waltheria
|
|
0,40
(PIO)
|
|
33
|
Verbenaceae
|
Lantana
camara
|
|
2,30
(PIO)
|
4,50
(PII)
|
67
|
Tipo
ND
|
Tipo
ND
|
|
|
0,10
(PIO)
|
33
|
* Classe de frequência de
acordo segundo Louveaux et al. (1978): pólen dominante (PD-
>45% do total de grãos), pólen acessório (PA-
16 a 45%), pólen isolado importante (PII- 3 a 15%) e pólen
isolado ocasional (PIO- <3%). ND= Não determinado.
As famílias Fabaceae, Asteraceae, Myrtaceae e Rubiaceae
apresentaram a maior diversidade de tipos polínicos nos méis
analisados (Figura 2). No espectro polínico de méis de
origens geográficas distintas geralmente a família
Fabaceae se destaca em número de tipos polínicos (COSTA
et al., 2015; NASCIMENTO et al., 2015; SOUZA et al., 2015; MATOS;
SANTOS, 2017). Espécies desta família são
consideradas muito importantes para criação de abelhas
a exemplo, representantes do gênero Mimosa Benth. nas
quais as abelhas podem coletar os recursos tróficos (pólen
e néctar) importantes para nutrição dos
indivíduos da colônia (MAIA-SILVA et al., 2012). Nesse
sentido, a conservação de espécies desta família
botânica no pasto apícola é de fundamental
importância.
Figura 2. Distribuição percentual do número
de tipos polínicos identificados no mel de Apis mellifera
L. proveniente de Jaguaquara, Bahia por família botânica.
Asteraceae também é uma família com importância
relevante para criação de abelhas, com espécies
consideradas nectaríferas, destacando-se o gênero
Vernonia, popularmente chamadas de assa-peixe. Na região
do Recôncavo Sul da Bahia Vidal et al. (2008) relataram que o
período com maior secreção de néctar
ocorre entre julho e setembro, período com pico de floração
do assa-peixe branco (Vernonia membranacea Gardner.),
assa-peixe roxo (Vernonia fruticulosa
Mart. ), balainho de velho (Eupatorium ballotaefolium
Kunth.) e bamburral (Centratherum violaceum
(Schrank) Gleason) todos representantes desta família
botânica. No espectro polínico do mel avaliado neste
estudo o tipo Vernonia ocorreu como pólen isolado
ocasional (Tabela 2).
Myrtaceae é uma das famílias mais importantes no
território nacional, com mais de uma centena de espécies
distribuídas principalmente nos gêneros Eugenia,
Myrcia e Calyptranthes. Para os polinizadores o pólen
é o principal recurso oferecido, sendo o recurso primário
pelo qual as abelhas visitam suas flores (GRESSLER et al., 2006). A
presença de representantes desta família no espectro
polínico do mel tem relevância para caracterização
geográfica deste produto.
Diversos estudos apontam Rubiaceae como importante representante
grupo de espécies vegetais potenciais para produção
apícola. Os gêneros Borreria e Richardia são
comumente relatados entre os tipos polínicos identificados em
mel (VIDAL et al., 2008; NASCIMENTO et al., 2015; MATOS; SANTOS,
2017). As amostras avaliadas apresentaram dois tipos polínicos
de representantes desta família, sendo que ocorreram como
pólen isolado ocasional, conforme apresentado na Tabela 2.
Os tipos polínicos Bidens, Mimosa pudica e
Psidium foram identificados em 100% das amostras. Os tipos
Eucalyptus, Mimosa pudica e Schinus terebinthifolius
ocorreram como pólen dominante (PD) (Figura 3). No espectro
polínico do mel de A. mellifera estes tipos polínicos
são geralmente encontrados (OLIVEIRA et al., 2010; ARAUJO et
al., 2013; NASCIMENTO et al., 2015; SIMEÃO et al., 2015).
Observa-se a partir desses representantes mais frequentes entre as
amostras e dos demais tipos polínicos o hábito
generalista dessas abelhas como relatado por Costa et al. (2015).
Considerando que a afinidade botânica dos tipos polínicos
Bidens e Mimosa pudica são representantes de
espécies com hábito de crescimento herbáceo,
ervas espontânea, que em áreas de cultivos muitas vezes
são eliminadas para evitar competição. Esse fato
aponta para a necessidade de conhecimento da flora utilizada pela
abelha, para que estas sejam conservadas, assim como para a
importância do monitoramento do mel, uma vez que em áreas
cultivadas podem ser realizadas aplicações de
herbicidas para eliminação dessas plantas espontâneas
e organismos pragas da cultura de interesse, como consequência
pode ocorrer a contaminação dos produtos da colmeia com
resíduos de agrotóxicos.
Figura 3. Fotomicrografia dos tipos polínicos (PD e PA)
identificados no mel de Apis mellifera L. proveniente de
Jaguaquara, Bahia. A-B: Eucalyptus, C: Psidium, D-E:
Schinus terebinthifolius e F: Mimosa pudica. Escala de
10µm.
Pela Análise dos Componentes Principais (ACP) foi possível
verificar que os dois primeiros componentes foram suficientes para
explicar o total de 99,09% da variação total dos dados
(Figura 4). O primeiro ACP explica 54,04% e essa variação,
como identificada pela análise de biplot, é
influenciada pelos tipos polínicos Elephantopus,
Lantana camara, M. tenuiflora, Schinus
terebinthifolius, Salvia e Sida, sendo estes tipos
preferidos na atividade de forrageamento da A. mellifera para
composição do mel da amostra III. O segundo ACP explica
45,04% da variação influenciada pelos tipos Bidens,
Cuphea, Jacquemontia e M. pudica, sendo estes
tipos os preferidos para coleta de recursos na amostra I. Para
amostra II os tipos Borreria verticilata, Eucalyptus e
Waltheria possivelmente foram os recursos que mais
influenciaram na composição deste mel.
Embora as amostras de méis analisadas possam ser classificadas
como mel multifloral (Tabela 2), estes apresentam composição
distinta em relação a influencia de cada tipo polínico,
conforme Figura 4, o que pode conferir características
sensoriais e físico-químicas possivelmente
diferenciadas.
Figura
4. Gráfico de dispersão da Análise de
Componentes Principais (ACP) e biplot, relacionando os tipos
polínicos preferidos por Apis mellifera L. em cada
amostra de mel.
CONCLUSÃO
Os méis analisados apresentam requisitos de qualidade quanto a
presença de resíduos de agrotóxicos, em todas as
amostras avaliadas, não foi detectada a
presença de nenhum composto analisados. No entanto,
estudos científicos mais detalhados devem ser realizados em
diferentes épocas, visando à segurança alimentar
e consumo deste produto. O espectro polínico do mel
proveniente de Jaguaquara, Bahia foi diversificado com contribuição
expressiva de tipos polínicos de Asteraceae, Fabaceae,
Myrtaceae e Rubiaceae apresentando características de mel
multifloral.
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